com as técnicas de FISH, CMA, DAPI - IAC

DISSERTAÇÃO 

CARACTERIZAÇÃO CARIOTÍPICA DE 

QUATRO ESPÉCIES BRASILEIRAS DE 

ALSTROEMERIA (ALSTROEMERIACEAE) 

COM AS TÉCNICAS DE FISH, CMA, DAPI E 

AgNOR 

LIAMAR ZANELA 

Campinas, SP 

2009

INSTITUTO AGRONÔMICO 

CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRICULTURA 

TROPICAL E SUBTROPICAL 

CARACTERIZAÇÃO CARIOTÍPICA DE QUATRO 

ESPÉCIES BRASILEIRAS DE ALSTROEMERIA 

(ALSTROEMERIACEAE) COM AS TÉCNICAS DE FISH, 

CMA, DAPI E AgNOR 

LIAMAR ZANELA 

Orientadora: Dra. Cecília Alzira Ferreira Pinto Maglio 

Co-orientadora: Dra. Marta Camargo de Assis 

Campinas, SP 

Março 2009 

Dissertação submetida como requisito 

parcial para obtenção do grau de Mestre 

em Agricultura Tropical e Subtropical 

Área de concentração em Genética, 

Melhoramento Vegetal e Biotecnologia. 

ii

Ficha elaborada pela bibliotecária do Núcleo de Informação e Documentação 

do Instituto Agronômico 

Z28c Zanela, Liamar. 

Caracterização cariotípica de quatro espécies brasileiras de 

Alstroemeria (Alstroemeriaceae) com as técnicas de FISH, CMA, DAPI 

e AgNOR./ Liamar Zanela. Campinas, 2009. 79 fls. 

Orientadora: Dra. Cecília Alzira Ferreira Pinto Maglio 

Co-orientadora: Dra. Marta Camargo de Assis 

Dissertação (Mestrado em Genética, Melhoramento Vegetal e 

Biotecnologia) – Instituto Agronômico 

1. Alstroemeria 2. Plantas ornamentais 3. Técnica citomolecular 

I. Maglio, Cecília Alzira Ferreira Pinto II. Assis, Marta Camargo de III. Título 

CDD. 635.977

iii

Aos meus pais 

Orides e Vitalina, 

DEDICO 

Aos meus irmãos, 

Cleide, Ivonete, Claudir e Leandro 

cujo apoio foi indispensável, 

OFEREÇO 

iv

AGRADECIMENTOS 

- A Deus, pela força e coragem na superação de muitas das dificuldades encontradas ao 

longo do curso; 

- À pesquisadora científica Dra. Cecília Alzira Ferreira Pinto Maglio, pela paciência, 

amizade, confiança a mim dispensada e ensinamentos no decorrer do curso que 

contribuíram não só para a realização deste trabalho, mas para meu enriquecimento 

profissional e pessoal; 

- À Dra. Marta Camargo de Assis pela co-orientação com sugestões e criticas que 

contribuíram muito para a realização deste trabalho; 

- Ao Dr. Ricardo Lombello pela amizade, esclarecimentos no decorrer deste trabalho 

com informações e sugestões valiosas, incentivo e auxílio em algumas etapas 

fundamentais desta tese; 

- As pesquisadoras Dra. Sigrid Luiza Jung-Mendacolli e Dra. Roseli Buzanelli Torres e 

a estagiária Ariane Saldanha de Oliveira do Centro de Botânica do Instituto 

Agronômico de Campinas pela disposição e auxílio na secagem, preparação e 

digitação dos dados dos materiais herborizados; 

- À pesquisadora Dra. Neiva Pierozzi pela amizade e desde já pela disposição em ler 

este trabalho e pelas criticas de pré-banca que contribuirão muito para a finalização 

desta tese; 

- Aos membros desta banca, pela disposição em ler este trabalho e pelas criticas que 

complementarão meus conhecimentos e aprendizados adquiridos no decorrer do 

curso; 

- A minha família pelo apoio, confiança e pelas criticas que contribuíram para meu 

fortalecimento pessoal; 

- Aos colegas do Laboratório de Citogenética do Instituto Agronômico de Campinas, 

José Emilio Bettiol Neto, Juliana Guardia e Laís Moreira Granato pela amizade, 

coleguismo, paciência e incentivo em muitos momentos; 

- Aos professores da área de concentração em Genética, Melhoramento Vegetal e 

Biotecnologia pelas dicas e ensinamentos; 

- Aos funcionários da PG-IAC, pelo auxílio e amizade no decorrer do curso; 

- Aos colegas da Pós-Graduação que participaram desta etapa da minha carreira e de 

uma forma ou de outra contribuíram na realização desse trabalho; 

v

- Aos colegas professores, pela credibilidade e apoio em muitos momentos de 

necessidade. 

vi

SUMÁRIO 

ÍNDICE DE TABELAS............................................................................................. viii 

ÍNDICE DE FIGURAS.............................................................................................. ix 

RESUMO................................................................................................................... xii 

ABSTRACT............................................................................................................... xiv 

1 INTRODUÇÃO...................................................................................................... 01 

2 REVISÃO DE LITERATURA............................................................................... 03 

2.1 Aspectos econômicos do gênero Alstroemeria L................................................. 03 

2.2 Caracterização botânica da família Alstroemeriaceae......................................... 04 

2.3 Espécies do gênero Alstroemeria estudadas........................................................ 08 

2.3.1 Alstroemeria cunha Vell................................................................................... 08 

2.3.2 Alstroemeria inodora Herb............................................................................... 08 

2.3.3 Alstroemeria longistaminea Mart. ex Schult. & Schult.f.................................. 08 

2.3.4 Alstroemeria psittacina Lehm........................................................................... 09 

2.4 Estudos citogenéticos para o gênero Alstroemeria L........................................... 09 

2.5 Coloração com Giemsa........................................................................................ 13 

2.6 Bandamento com corantes fluorescentes - CMA3 e DAPI.................................. 15 

2.7 Hibridação in situ................................................................................................. 18 

2.8 Bandamento cromossômico com nitrato de prata – AgNOR............................. 23 

3 MATERIAL E MÉTODOS.................................................................................... 25 

3.1 Material................................................................................................................ 25 

3.2 Métodos................................................................................................................ 28 

3.2.1 Germinação de sementes................................................................................... 28 

3.2.2 Pré-tratamento de raízes e fixação.................................................................... 28 

3.2.3 Hidrólise e preparações citológicas................................................................... 28 

3.2.4 Microscopia e análise das imagens................................................................... 29 

3.2.5 Coloração com Giemsa..................................................................................... 29 

3.2.6 Bandamento com CMA3/DA (Cromomicina A3/distamicina).......................... 30 

3.2.7 Bandamento com DAPI/AMD (4‟-6-diamidino-2-fenilindol/actinomicina D) 30 

3.2.8 Bandamento com nitrato de prata - AgNOR..................................................... 31 

3.2.9 Hibridação in situ fluorescente......................................................................... 32 

3.2.9.1 Sondas............................................................................................................ 32 

3.2.9.2 Hibridação molecular in situ de sondas de DNA ribossomais de 45S e 5S... 32 

3.2.10 Medidas dos cromossomos............................................................................. 33 

4 RESULTADOS....................................................................................................... 34 

4.1 Alstroemeria cunha.............................................................................................. 34 

4.1.1 Microscopia de fase e coloração com Giemsa.................................................. 34 

4.1.2 Bandamento CMA3/DA.................................................................................... 34 

4.1.3 Bandamento DAPI/AMD.................................................................................. 34 

4.1.4 Hibridação in situ fluorescente (FISH)............................................................. 36 

4.1.5 Bandamento AgNOR........................................................................................ 36 

4.1.6 Medidas cromossômicas................................................................................... 37 

4.2 Alstroemeria inodora........................................................................................... 39 






vi


4.3 Alstroemeria longistaminea................................................................................. 44 







4.4 Alstroemeria psittacina........................................................................................ 50 







5 DISCUSSÃO.......................................................................................................... 58 

6 CONCLUSÕES...................................................................................................... 68 

7 REFERÊNCIAS...................................................................................................... 69 

vii

Tabela 1 - 

Tabela 2 - 

Tabela 3 - 

Tabela 4 - 

Tabela 5 - 

Tabela 6 - 

ÍNDICE DE TABELAS 

Espécies de Alstroemeria encontradas no Brasil, com seus 

respectivos locais de origem e autores que descreveram as espécies 

pela primeira vez, segundo MEEROW et al. (1999) e ASSIS (2002, 

2003, 2004, 2006, 2009)...................................................................... 06 

Relação das espécies de Alstroemeria com contagem cromossômica, 

segundo GOLDBLATT (1981, 1984, 1985, 1988) e MISSOURI 

BOTANICAL GARDEN (2008)......................................................... 11 

Espécies de Alstroemeria usadas neste estudo, seus respectivos 

locais de coleta e o número de introdução no herbário do IAC........... 25 

Alstroemeria cunha - Médias dos comprimentos totais dos pares 

cromossômicos, coeficientes de variação das médias (CV%), médias 

dos braços curtos, índices centroméricos (IC) e classificação............. 39 

Alstroemeria inodora - Médias dos comprimentos totais dos pares 



Alstroemeria longistaminea - Médias dos comprimentos totais dos 

pares cromossômicos, coeficientes de variação das médias (CV%), 

médias dos braços curtos, índices centroméricos (IC) e classificação. 49 

Tabela 7 - Alstroemeria psittacina - Médias dos comprimentos totais dos pares 



Tabela 8 - 

Relação das espécies estudadas do gênero Alstroemeria. Número 

cromossômico (2n), variação de tamanho dos cromossomos, 

comprimento total da cromatina (CTC), índice de assimetria TF%, 

fórmula cariotípica (m = metacêntrico; sm = submetacêntrico; st = 

subtelocêntrico e T = telocêntrico) e número fundamental.................. 55 

viii

ÍNDICE DE FIGURAS 

Figura 1 - Ramos reprodutivos de Alstroemeria. (A) A. cunha; (B) A. inodora; 

(C) A. longistaminea; (D) A. psittacina. Fotos de M.C. de Assis....... 10 

Figura 2 - Ramos reprodutivos de espécies do gênero Alstroemeria em cultivo 

na estufa do Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Recursos 

Genéticos Vegetais do Instituto Agronômico de Campinas (IAC), 

caracterizadas citologicamente neste trabalho. A, B, e C – A. cunha; 

D, E e F – A. inodora. Fotos de C. A.F. Pinto-Maglio........................ 26 

Figura 3 - Ramos reprodutivos e frutos de espécies do gênero Alstroemeria em 

cultivo na estufa do Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de 

Recursos Genéticos Vegetais do Instituto Agronômico de Campinas 

(IAC), que foram usadas no trabalho. A, B, C e D – A. 

longistaminea; E e F – A. psittacina; G – Frutos de A. cunha. Fotos 

de C.A.F. Pinto-Maglio....................................................................... 27 

Figura 4 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria cunha. (A) Imagem em 

microscopia de fase; (B) Coloração com corante Giemsa; (C) 

Cariograma. Barra = 10μm.................................................................. 35 

Figura 5 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria cunha. (A) Bandamento 

com CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; (C) Sinais de 

hibridação in situ fluorescente (vermelho) com sonda de rDNA 45S 

- pTa71; (D) Sinais de hibridação (verde) com sonda de rDNA 5S - 

pScT7. Barra = 10μm.......................................................................... 37 

Figura 6 - Alstroemeria cunha – Ideogramas representativos. (A) Bandamento 


hibridação in situ para sequências de rDNA 45S com a sonda 

pTa71; (D) Sinais de sequências de rDNA 5S com a sonda pScT7; 

(E) Representação do conjunto de resultados das técnicas 

CMA3/DA, DAPI/AMD e hibridação in situ para rDNA 45S e 5S..... 38 

Figura 7 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria inodora. (A) Imagem em 

microscopia de fase; (B) Coloração com Giemsa; (C) Cariograma. 

Barra = 10μm....................................................................................... 40 

Figura 8 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria inodora. (A) Bandamento 


hibridação in situ fluorescente (vermelho) com sonda de rDNA 45S 

- pTa71; (D) Sinais de hibridação (verde) com sonda de rDNA 5S - 

pScT7. Barra = 10μm.......................................................................... 42 

ix

Figura 9 - Alstroemeria inodora – Ideogramas representativos. (A) 

Bandamento com CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; 

(C) Sinais de hibridação in situ para sequências de rDNA 45S com a 

sonda pTa71; (D) Sinais de sequências de rDNA 5S com a sonda 

pScT7; (E) Representação do conjunto de resultados das técnicas 

CMA3/DA, DAPI/AMD e hibridação in situ para rDNA 45S e 5S.... 

Figura 10 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria longistaminea. (A) 

microscopia de fase; (B) Coloração com Giemsa; (C) Cariograma. 

Barra = 10μm....................................................................................... 45 

Figura 11 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria longistaminea. (A) 


(C) Sinais de hibridação in situ fluorescente (vermelho) com sonda 

de rDNA 45S - pTa71; (D) Sinais de hibridação (verde) com sonda 

de rDNA 5S - pScT7. Barra = 10μm................................................... 47 

Figura 12 - Alstroemeria longistaminea – Ideogramas representativos. (A) 






Figura 13 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria psittacina. (A) Imagens 

em microscopia de fase; (B) coloração com Giemsa; (C) 

Cariograma. Barra = 10μm.................................................................. 51 

Figura 14 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria psittacina. (A) 

Bandamento com CMA3/DA. (B) Bandamento com DAPI/AMD. 

(C) Sinais de hibridação in situ fluorescente (vermelho) com sonda 

de rDNA 45S - pTa71. (D) Sinais de hibridação in situ fluorescente 

(verde) com sonda de rDNA 5S - pScT7. Barra = 10μm.................... 52 

Figura 15 - Alstroemeria psittacina – Ideogramas representativos. (A) 






Figura 16 - Alstroemeria - ideogramas indicativos dos pares de cromossomos 

que apresentam polimorfia para sítios de hibridação das sequências 

de rDNA. (A) A. cunha - 45S; (B) A. inodora - 45S e 5S; (C) A. 

longistaminea - 45S............................................................................. 55 

43 

x

Figura 17 - Cromossomos somáticos de A. cunha com a técnica de impregnação 

com prata (AgNOR). Barra = 10µm.................................................... 56 

Figura 18 - Cromossomos somáticos com a técnica de impregnação com prata 

(AgNOR). (A) A. longistaminea; (B) A. psittacina; (C) A. inodora. 

Barra = 10μm....................................................................................... 57 

xi

ZANELA, Liamar. Caracterização cariotípica de quatro espécies brasileiras de 

Alstroemeria (Alstroemeriaceae) com as técnicas de FISH, CMA, DAPI e AgNOR. 

2009. 79f. Dissertação (Mestrado em Genética, Melhoramento Vegetal e Biotecnologia) 

– Pós-Graduação – IAC. 

RESUMO 

O gênero Alstroemeria (Alstroemeriaceae) possui atualmente cerca de 90 espécies 

nativas principalmente do Brasil e Chile. No Brasil são encontradas cerca de 39 

espécies. O valor destas plantas no mercado de ornamentais vem crescendo visto que, as 

espécies brasileiras embora com flores menores, apresentam uma maior diversificação 

de padrões de flores o que torna a criação de híbridos, unindo estes dois aspectos um 

fator de grande interesse. Consequentemente, o interesse pelas espécies nativas 

brasileiras deste gênero vem aumentando gradativamente devido à demanda de bancos 

de germoplasma visando à conservação e ao desenvolvimento de programas de 

melhoramento genético para a produção de híbridos. No presente trabalho objetivou-se 

a caracterização cariotípica de quatro espécies nativas de Alstroemeria, a saber: A. 

cunha, A. inodora, A. longistaminea e A. psittacina através da aplicação de técnicas 

tradicionais de coloração, como o Giemsa e também se efetuou a diferenciação 

longitudinal de cromossomos através do bandamento com os fluorocromos 

Cromomicina A3 com distamicina (CMA3/DA) e 2‟4‟-diamidino-2-fenilindol com 

actinomicina (DAPI/AMD). Adicionalmente, foram mapeadas as regiões organizadoras 

do nucléolo através da impregnação pela prata (bandamento AgNOR) e através da 

técnica de hibridação fluorescente de ácidos nucléicos in situ (FISH) utilizando-se como 

sondas as sequências de rDNA 45S e 5S. Os resultados obtidos a partir da aplicação das 

técnicas de bandamento CMA3/DA e DAPI/AMD, bandamento NOR, e FISH para 

rDNA são inéditos para espécies brasileiras de Alstroemeria. Os resultados obtidos para 

as referidas espécies mostram cariótipos assimétricos, com 2n = 2x = 16 cromossomos, 

confirmando o número somático relatado na literatura para o gênero. Os complementos 

cromossômicos das quatro espécies analisadas apresentam em comum a fórmula 

cariotípica 2m+1sm+1st+4T-sat. Através do bandamento com os fluorocromos, 

DAPI/AMD e CMA3/DA foi possível a caracterização das espécies pela diferenciação 

longitudinal dos cromossomos. O emprego de FISH com as sequências de rDNA 45S e 

5S, resultou em número variado de sinais em diferentes posições nos conjuntos 

cromossômicos, complementando as informações que permitiram a individualização das 

xii

espécies. Alguns pares de homólogos apresentam polimorfismo para as regiões de 

rDNA. Através da impregnação pela prata foram detectados sítios ativos para 

organização nucleolar, alguns deles coincidentes com os sinais de FISH para rDNA 45S 

nas quatro espécies estudadas. Foi estimados o comprimento total da cromatina (CTC), 

o índice centromérico (IC), o índice de assimetria cariotípica (TF%) e o coeficiente de 

variação das médias dos comprimentos totais dos cromossomos (CV%). O conjunto de 

dados obtidos permitiu a distinção entre os cariótipos das quatro espécies resultando 

num avanço expressivo na diferenciação interespecífica deste grupo de plantas. 

Palavras-chave: Cariótipo, hibridação in situ, técnica citomolecular, bandamento, 

fluorocromos, impregnação pela prata, diferenciação longitudinal de cromossomos, 

planta ornamental. 

xiii

ZANELA, Liamar. Karyotype characterization of four Brazilian species of the 

genus Alstroemeria (Alstroemeriaceae) with techniques FISH, CMA, DAPI and 

AgNOR. 2009. 79f. Dissertação (Mestrado em Genética, Melhoramento Vegetal e 

Biotecnologia) – Pós-Graduação – IAC. 

ABSTRACT 

The genus Alstroemeria (Alstroemeriaceae) is native from Brazil and Chile and at 

present includes about 90 diploid species. In Brazil are found about 39 species. The 

value of these plants in the market of ornamentals is increasing, and the Brazilian 

species, even with little flowers, present more diversification of flowers, so the creation 

of hybrids joining these two aspects is a factor of great interest. Consequently the 

interest for the Brazilian native species of this genus is also increasing gradually due to 

the demand for banks of germoplasm aiming at to the conservation and the development 

of programs of genetic improvement for the production of hybrids. The aim of this 

study was the karyotype characterization of four native species of Alstroemeria, namely: 

A. cunha, A. inodora, A. longistaminea and A. psittacina through karyotype elaboration 

with traditional staining techniques, as Giemsa, and longitudinal differentiation 

chromosomes through banding with the fluorochromes Chromomycin A3/distamycin 

(CMA3/DA) and 2' 4' - diamidino-2-phenylindole/actinomycin (DAPI/AMD). 

Additionally were mapped the nucleolus organizer regions through staining of the 

chromosomes with silver staining (AgNOR) and with the cytomolecular technique of 

fluorescent in situ hybridization of nucleic acids (FISH) with sequences of rDNA 45S 

and 5S as probes. The results obtained from the application of banding techniques 

CMA3/DA and DAPI/AMD, banding NOR, and FISH for rDNA are presented for the 

first time to the Brazilian species. The results show asymmetrical karyotypes, with 2n = 

2x = 16 chromosomes, confirming the somatic number mentioned in literature for the 

genus. The chromosome complements of the four analyzed species, present the 

karyotype formula 2m+1sm+1st+4T-sat. Through the fluorochromes banding with 

DAPI/AMD and CMA3/DA the characterization of the species for the longitudinal 

differentiation of the chromosomes was possible. The application of FISH with the 

sequences of rDNA 45S and 5S resulted in varied number of signals in different 

positions in the chromosome sets, which complement the information that had allowed 

the individualization of the species. Some pairs of homologous present polymorphism 

for the regions of rDNA. Through the impregnation with silver nitrate, active nucleolar 

xiv

egions had been detected and some of them were coincident with the signals for FISH- 

rDNA 45S in the four studied species. The chromatin total length (CTC); the 

centromeric index (IC); the index of karyotype asymmetry (TF%) and the coefficient of 

variation of the averages of the total lengths of the chromosomes (CV%) were 

determined and these data set has allowed the karyotypes distinction for the four species 

resulting in an advance importance in the interspecific differentiation of this group of 

plants. 

Word-key: Karyotype, in situ hybridization, cytomolecular technique, banding, 

fluorochromes, silver staining, longitudinal differentiation of chromosomes, ornamental 

plant. 

xv

1 INTRODUÇÃO 

As cerca de 90 espécies pertencentes ao gênero Alstroemeria L. 

(monocotiledôneas, Alstroemeriaceae) estão distribuídas na América do Sul. A maioria 

delas é originária do Brasil e Chile. O gênero é caracterizado principalmente por plantas 

herbáceas, eretas, com inflorescência em cimeira umbeliforme e de flores zigomorfas. 

As espécies do gênero possuem número básico de cromossomos x = 8 (2n = 2x = 16). 

O gênero é constituído por espécies com potencial ornamental devido à 

durabilidade e a beleza de suas flores. Mundialmente já há um bom reconhecimento 

dessas plantas como ornamentais de cultivo e de corte. 

Na Holanda as espécies de Alstroemeria estão entre as dez flores de corte mais 

comercializadas e o mercado de exportação de mudas está bem estabelecido. Neste país 

têm sido utilizadas principalmente espécies chilenas como base para o melhoramento. O 

mercado japonês também se destaca por ter estas flores como uma das mais 

comercializadas. 

No Brasil, o cultivo e a importância econômica de flores de Alstroemeria 

também vêm aumentando gradativamente, porém tanto o cultivo como as flores 

comercializadas ainda são dependentes de material importado, como espécies chilenas 

e/ou híbridos destas com algumas espécies brasileiras, desenvolvidos fora do país. As 

espécies brasileiras embora com grande potencial para utilização em programas de 

cruzamento visando à produção de híbridos, devido à diversidade de cores e padrões de 

suas flores, ainda encontram-se pouco estudadas. Devido a isto há a necessidade de se 

ampliar os conhecimentos básicos para as espécies silvestres brasileiras, como também 

de pré-melhoramento, de forma a caracterizar sobremaneira os bancos de germoplasma 

existentes ou incrementar a criação de novos bancos. Dados citológicos são importantes 

na pré-avaliação de afinidade genética entre espécies parentais, quando de cruzamentos 

para produção de híbridos, e após os cruzamentos, na avaliação da estabilidade de 

híbridos. 

A falta de conhecimentos citogenéticos para as espécies brasileiras de 

Alstroemeria e o interesse econômico crescente dessas plantas requer entre outros 

estudos, uma análise detalhada dos cromossomos dessas espécies visando 

complementar a caracterização das mesmas no Banco de Germoplasma do IAC o qual 

foi constituído visando não somente a preservação das espécies em si como também a 

1

sua utilização em programas de cruzamento para a produção de híbridos com potencial 

ornamental. 

Diferentes técnicas citogenéticas clássicas e técnicas de citogenética molecular, 

tais como a coloração com Giemsa, o bandamento com os fluorocromos 4‟-6- 

diamidino-2-fenilindol com actinomicina D (DAPI/AMD) e Cromomicina A3 com 

distamicina (CMA3/DA) como também a técnica de hibridação in situ de ácidos 

nucléicos fluorescente (FISH) com sequências específicas, têm sido importantes na 

caracterização de espécies de plantas e animais. Assim o bandamento com os 

fluorocromos DAPI/AMD e CMA3/DA, que diferenciam os cromossomos 

longitudinalmente, permitindo a sua individualização e consequentemente o 

complemento cromossômico de espécies pela composição de bases do DNA presente na 

cromatina dos cromossomos; a técnica FISH de sequências específicas de DNA 

ribossômico (rDNA) para determinação do número e localização de regiões 

organizadoras do nucléolo (NOR), presentes no complemento cromossômico das 

espécies, bem como a técnica de impregnação com prata (AgNOR) para a identificação 

das NORs ativas no último ciclo celular; facilitam sobremaneira não somente a 

caracterização das espécies em si mas também a discriminação de espécies com 

características morfológicas particulares a serem utilizadas em programas de 

cruzamento para a obtenção de progênies com características especiais para floricultura. 

Este trabalho teve como objetivo a caracterização citogenética de quatro 

espécies brasileiras do gênero Alstroemeria: A. cunha, A. inodora, A. longistaminea e A. 

psittacina através da aplicação das técnicas de coloração Giemsa, bandamento com os 

fluorocromos DAPI/AMD e CMA3/DA, hibridação in situ fluorescente (FISH) para as 

sequências específicas de DNA ribossômico (rDNA) 18S-5,8-26S e 5S e a impregnação 

pela prata (AgNOR-banda NOR). 

2

2 REVISÃO DA LITERATURA 

2.1 Aspectos econômicos do gênero Alstroemeria L. 

Alstroemeria é um gênero que possui algumas espécies que são cultivadas pelo 

valor ornamental de suas flores, principalmente as espécies nativas do Chile, que 

apresentam flores de tamanho maior, comparativamente às espécies nativas brasileiras. 

No Brasil, o valor no mercado dessas plantas como ornamentais vem crescendo, 

visto que as alstroemérias brasileiras embora com flores menores, apresentam maior 

diversificação de padrões de flores o que torna a criação de híbridos unindo estes dois 

aspectos, tamanho e variedade, um fator de grande interesse. 

A produção de plantas ornamentais é uma atividade agrícola e trata-se de um 

setor altamente competitivo, que exige a utilização de tecnologia avançada, 

conhecimento técnico pelo produtor, além de um sistema eficiente de distribuição e 

comercialização. 

O mercado de exportação de mudas de Alstroemeria é um segmento bastante 

importante na Holanda, que tem utilizado como base para o melhoramento as espécies 

chilenas, mas demonstrando interesse crescente pelas espécies brasileiras (PINTO- 

MAGLIO et al., 1995). 

O Brasil possuía, em 1996, cerca de 10.285 ha de área de cultivo de flores. 

Também segundo a IBRAFLOR, (Instituto Brasileiro de Floricultura- 

http://www.ibraflor.com.br), em São Paulo eram cultivados, neste mesmo ano, 3.457 ha, 

mostrando já nessa época a importância em relação aos demais estados brasileiros. 

Ainda de dados fornecidos pelo IBRAFLOR, em 2001, a área total utilizada na 

produção de flores e plantas ornamentais aproximava-se de 5.000 ha, sendo que a região 

Sudeste do Brasil respondia por 75% dessa área. Em 2003 a produção nacional de flores 

estava distribuída em 12 pólos, sendo que, dos 2.500 produtores catalogados, a maioria 

localizava-se em São Paulo, ou seja, quase 70%. 

A produção brasileira ainda está voltada basicamente para o mercado interno, 

sendo que 97,1% dos produtores não exportam. Iniciativas vêm sendo tomadas de forma 

a aumentar o fornecimento no mercado regional e também no mercado internacional. 

Especialistas garantem um crescimento médio aproximado de 20% ao ano, o que 

tornará a floricultura uma das cadeias produtivas mais promissoras no agronegócio 

mundial. Segundo indica a IBRAFLOR, apesar de não terem ainda se firmado 

definitivamente no mercado internacional, as flores brasileiras em geral, já são 

3

consideradas de qualidade. Em 2006 a floricultura brasileira movimentou cerca de US$ 

15 milhões (VENCATO et al., 2006), sendo os principais países importadores a 

Holanda (50,09%), Estados Unidos (21,29%), Itália (9,63%), Japão (4,94%) e Bélgica 

(4,41%), além desses países, foi registrado a entrada de novos países compradores que 

foram seduzidos pelos produtos brasileiros (http://www.ibraflor.com.br). 

Atualmente o estado de São Paulo tem a liderança em tecnologia, produção e 

lançamento de produtos sendo o comércio de plantas ornamentais liderados pelo Veiling 

- Holambra (leilão através da Cooperativa), pela CEAGESP (Cia de Entreposto de 

Armazéns Gerais de São Paulo) e pela CEASA-Campinas (Central de Abastecimento 

S.A.). Apenas o Veiling - Holambra responde por 30% do comércio brasileiro de flores, 

enquanto a CEAGESP corresponde a 23% (JUNQUEIRA & PEETZ, 2008). 

Especificamente para Alstroemeria, a cotação do mercado permanente de flores 

do dia 12/01/2009, na Ceasa-Campinas o valor da dúzia de hastes variou de R$ 6,00 a 

R$ 8,00, valor esse que oscila conforme a época de produção das mesmas 

(http://www.ceasacampinas.com.br). 

Devido a esse vigente crescimento e desenvolvimento do setor de plantas 

ornamentais no país, observa-se a necessidade simultânea de ampliar as pesquisas de 

caracterização e conservação de espécies nativas com essas características 

potencialmente econômicas e efetuar a domesticação e utilização racional das mesmas 

na área de melhoramento. 

Grande parte da variabilidade das plantas comercializadas tem origem em 

hibridações (BUITENDIJK et al., 1995; DE JEU & JACOBSEN, 1995) ou através de 

tratamentos mutagênicos (LU & BRIDGEN, 1997), no entanto, essas metodologias têm 

gerado híbridos com diferentes graus de incompatibilidade. Uma maneira de se efetuar a 

avaliação da estabilidade dos híbridos, antes de serem colocados no mercado, é 

conhecer citogeneticamente, tanto as espécies parentais como os híbridos formados. 

2.2 Caracterização botânica da família Alstroemeriaceae 

A família Alstroemeriaceae (monocotiledônea), descrita por DUMONTEIR 

(1829), segundo a APGII (2003) pertence ao clado (ordem) Liliales, possui cerca de 190 

espécies distribuídas desde a região central do México até o Sul da América do Sul 

(ASSIS, 2001). 

4

A família é dividida em três gêneros: Alstroemeria L., Bomarea Mirb., e 

Leontochir Phil. (SANSO & XIFREDA, 2001). No Brasil são encontrados apenas os 

gêneros Alstroemeria L. e Bomarea Mirb. (ASSIS, 2002). 

O gênero Alstroemeria L., foi descrito por Linnaeus em 1762, o qual deu o nome 

de Alstroemeria em homenagem ao seu amigo Alstroemer (SANSO, 1996). O gênero 

Alstroemeria pertencia à família Amaryllidaceae até meados de 1820 quando 

DUMONTEIR (1829) descreveu a família Alstroemeriaceae e incluiu nesta, os gêneros 

Alstroemeria L e Bomarea Mirb. 

Durante varias décadas, vários autores não reconheceram a família 

Alstroemeriaceae mantendo a classificação do gênero Alstroemeria dentro da família 

Amaryllidaceae. 

Hallier (1903 apud ASSIS, 2001) descreveu espécies de Alstroemeria como 

pertencentes à família Alstroemeriaceae que na época estava incluída na ordem 

Liliflorae. Anos depois, TAKHTAJAN (1969) incluiu a família Alstroemeriaceae na 

ordem Liliales, mudança que não foi aceita por vários autores. RUDALL et al. (2000), 

posicionaram a família Alstroemeriaceae na ordem Liliales, reafirmando a posição de 

TAKHTAJAN (1969), que é aceita na atual classificação da APGII (2003). 

O gênero Alstroemeria L. é caracterizado principalmente por plantas herbáceas, 

eretas, com inflorescências em cimeira umbeliforme e de flores zigomorfas com padrões 

de listras nas tépalas. São originárias da Argentina, Bolívia, Brasil, Chile, Paraguai, 

Peru e Uruguai (SANSO, 1996; ASSIS, 2001; SANSO & XIFREDA, 2001), sendo 

Brasil e Chile os países que apresentam maior número de espécies. 

Restritas à América do Sul, há cerca de 90 espécies do gênero Alstroemeria L., 

sendo que no Brasil ocorrem 39 delas (Tabela 1). As diferentes espécies brasileiras de 

Alstroemeria podem ser encontradas em quase todos os tipos de habitats como: 

florestas, cerrados, campos de altitudes, brejos, afloramentos rochosos e caatinga, em 

altitudes que variam de 300 m até 2.300 m. A maioria das espécies possui distribuição 

de habitat relativamente restrita. (ASSIS, 2001). 

Para as espécies brasileiras do gênero Alstroemeria, a série de trabalhos mais 

completos sobre taxonomia foi desenvolvida por ASSIS (2002, 2003, 2006, 2009) onde 

foram descritas novas espécies ocorrentes no Brasil, sendo seis delas no estado de 

Minas Gerais: A. calliantha M.C.Assis, A. julieae M.C.Assis, A. ochracea M.C.Assis, 

A. penduliflora M.C.Assis, A. rupestris M.C.Assis, A. variegata M.C.Assis; uma no 

estado do Paraná a espécie A. amabilis M.C. ssis; uma no estado do Espírito Santo a A. 

5

capixaba M.C.Assis, uma no estado do Pará a espécie A. paraensis M.C.Assis e uma no 

estado do Rio Grande do sul a A. albescens M.C.Assis. 

Tabela 1 – Espécies de Alstroemeria encontradas no Brasil, com seus respectivos locais 

de origem e autores que descreveram as espécies pela primeira vez, segundo MEEROW 

et al., (1999) e M.C.ASSIS, (2002, 2003, 2004, 2006, 2009). 

Espécies Locais onde são encontradas Autor 

A. albescens Afloramento rochoso. RS M.C.ASSIS, 2009 

A. amabilis Locais úmidos e elevados. PR e SC. M.C.ASSIS, 2003 

A. amazônica Matas secas de solos pedregosos. PA. DUCKE, 1915 

A. apertiflora Argentina, Paraguai e Brasil. Em regiões 

brejosas. GO, MG e RS. 

BAKER, 1888 

A. brasiliensis Locais úmidos nos cerrados. GO e MT. SPRENG, 1825 

A. burchellii Locais úmidos em afloramentos rochosos e 

cerrados. GO. 

BAKER, 1877 

A. caiaponica Cerrados. GO e MT. RAVENNA, 2000 

A. calliantha Áreas de transição de caatinga com floresta 

estacional em locais sombreados. MG. 

A. capixaba Interior das florestas estacionais 

semidecíduas. ES. 

M.C.ASSIS, 2009 


A.caryophyllaea Locais úmidos e sombreados. MG e RJ. JACQUIN, 1804 

A. chapadensis Cerrados. MT. HOEHNE, 1915 

A. cunha No interior de florestas estacionais 

semidecíduas. ES, MG, PR, RJ e SP. 

VELLOZO, 1829 

A. foliosa Serras. MG. RJ e SP. MARTIUS, 1829 

A. fuscovinosa Capoeira e interior de floresta estacional 

semidecídua. MG e SP. 

RAVENNA, 2000 

A. gardneri Cerrado. BA, MG, MT, GO e DF. BAKER, 1877 

A. inodora Interior das florestas estacionais 

semidecíduas. SC, SP, PR, RS. 

A. isabelleana Argentina, Uruguai, Paraguai e Brasil. 

Regiões brejosas. MG e RS. 

HERBERT, 1837 

HERBERT, 1837 

A. julieae Cerrado. MG. M.C.ASSIS, 2002 

6

Tabela 1.......... Continuação 

A. longistaminea Locais sombreados das caatingas. 

A. longistyla 

A. malmeana 

Pernambuco, Sergipe e BA. 

Campos brejosos. DF, GO, MG. 

Campos úmidos. PR e RS. 

A. monticola Locais sombreados de solo arenoso e 

pedregoso. BA e MG. 

MARTIUS, 1829 

SCHENK, 1955 

KRAENZL, 1913 

MARTIUS, 1829 

A. ochracea No interior ou na borda de matas. MG. M.C.ASSIS, 2002 

A. orchidioides Matas semi-decíduas. DF e GO. MEEROW, 1999 

A. paraensis Florestas estacionais semidecíduas. PA. M.C.ASSIS, 2006 

A. penduliflora Afloramentos rochosos e cerrados de 

altitudes. MG. 

A. piaubyensis Ilhas de florestas ombrófilas abertas e nas 

caatingas. Piauí, Pernambuco e Ceará. 

A. plantaginea Afloramentos rochosos e campo sujo. BA, 

MG e SP. 

A. psittacina Argentina, Paraguai, Uruguai e Brasil. Locais 

sombreados no interior ou na orla de mata. 

MS, MT, PR, RS e SP. 


GARDNER, 1888 

MARTIUS, 1829 

LEHMAN, 1826 

A. punctata Cerrados. DF e GO. RAVENNA, 2000 

A. radula Mata de altitude e em solo arenoso. ES e RJ. DUSÉN, 1905 

A. rupestris Afloramentos rochosos. MG. M.C.ASSIS, 2002 

A. sellowiana Regiões brejosas. PR, RS e SC. SEUB., 1855 

A. speciosa Matas higrófilas em elevadas altitudes SP. M.C.ASSIS, 2004 

A. stenopetala Cerrados, campos úmidos e em afloramentos 

rochosos. DF, GO e MG. 

A. stenophylla Afloramentos rochosos e borda da mata ciliar. 

GO e MG. 

SCHENK, 1855 


A. tombolatoan Cerrados. TO, GO e MT. M.C.ASSIS, 2004 

A. variegata Altitudes elevadas em afloramentos rochosos. 

MG. 

A. viridiflora Cerrado e borda de mata ciliar. DF, GO, MG, 

MS e MT. 


WARMING, 1872 

7

2.3 Espécies do gênero Alstroemeria estudadas 

2.3.1 Alstroemeria cunha Vell. 

A espécie A. cunha foi descrita por Vellozo (1829 apud ASSIS, 2001). 

Posteriormente em 1831, a mesma espécie foi publicada com o nome de A. cunea. A 

grafia A. cunha foi mantida como correta por ter sido publicada anteriormente a A. 

cunea. 

A espécie é frequentemente encontrada no interior de florestas estacionais 

semidecíduas no Espírito Santo, Minas Gerais, Rio de Janeiro, São Paulo e Paraná 

(ASSIS, 2001) e apresenta porte herbáceo. 

O florescimento ocorre esporadicamente ao longo do ano, sendo a ocorrência 

mais intensa de florescimento nos meses de novembro a março. 

A. cunha (Figura 1A) se assemelha à espécie A. inodora (Figura 1B), sendo 

ambas encontradas no mesmo tipo de habitat. No entanto, elas podem ser diferenciadas 

pela presença de flores com listras ou manchas nas tépalas externas em A. inodora o que 

não ocorre em A. cunha (ASSIS, 2001). 

2.3.2 Alstroemeria inodora Herb. 

A espécie A. inodora foi descrita por Herbert (1837 apud ASSIS, 2001). Esta 

espécie ocorre no interior das florestas estacionais semidecíduas de São Paulo, Santa 

Catarina, Paraná e Rio Grande do Sul e apresenta porte herbáceo (ASSIS, 2001) e seu 

florescimento ocorre geralmente, entre os meses de outubro a janeiro e frutifica em 

dezembro e março. 

A espécie A. inodora (Figura 1B) é caracterizada por apresentar flores de tépalas 

externas rubro-variegadas e internas rubro-lineadas. Esta espécie também se assemelha 

à espécie A. psittacina (Figura 1D) da qual se diferencia por possuir flores com tépalas 

externas e internas rubro-maculadas (ASSIS, 2001). 

2.3.3 Alstroemeria longistaminea Mart. ex Schult. & Schult.f. 

A espécie A. longistaminea foi descrita por Martius (1829 apud ASSIS, 2001). É 

encontrada nos afloramentos rochosos em locais sombreados das caatingas de 

Pernambuco, Sergipe e Bahia (ASSIS, 2001) e apresenta porte herbáceo. 

O florescimento da espécie ocorre na estação mais seca, principalmente nos 

meses de maio a agosto, podendo às vezes florescer em setembro e outubro; frutifica em 

agosto e setembro. 

8

A espécie é conhecida na Bahia (BA) como salsaparrilha e no Sergipe (SE) 

como Bico-de-nanbu. 

A. longistaminea (Figura 1C) é facilmente identificável por suas flores pêndulas, 

suas tépalas externas elípticas a obovadas, filetes e estiletes papilosos e seu hábito 

vegetativo com folhas membranáceas glabras e patentes (ASSIS, 2001). 

2.3.4 Alstroemeria psittacina Lehm. 

A espécie A. psittacina foi descrita por Lehman (1826 apud ASSIS, 2001). Além 

do Brasil esta espécie é encontrada também na Argentina, Uruguai e Paraguai. No 

Brasil a espécie é encontrada em locais sombreados no interior ou na orla de mata nos 

Estados de Mato Grosso, Mato Grosso do Sul, São Paulo, Paraná e Rio Grande do Sul 

(ASSIS, 2001) e apresenta porte herbáceo. 

Seu florescimento ocorre nos meses de novembro, dezembro, fevereiro e maio e 

frutifica em novembro. 

A. psittacina (Figura 1D) é caracterizada pelas flores vermelhas, com o terço 

distal verde, e também por apresentar todas as tépalas rubro-maculadas. Esta espécie se 

assemelha muito a A. inodora (Figura 1B) da qual se diferencia pelas flores que em A. 

inodora se apresentam com as tépalas externas rubro-variegadas e internas rubro- 

lineadas e não rubro-maculadas como ocorre com as flores de A. psittacina (ASSIS, 

2001). 

2.4 Estudos citogenéticos para o gênero Alstroemeria L. 

As primeiras contagens cromossômicas para o gênero Alstroemeria foram 

realizadas por TSUCHIYA et al. (1987). Estudando nove cultivares e dois híbridos de 

A. ligtu, estes autores determinaram para dois dos cultivares e para os dois híbridos um 

número cromossômico diplóide (2n = 16); para seis cultivares um número triplóide (2n 

= 24) e para apenas um dos cultivares, um número tetraplóide (2n = 2x + 1 = 33). 

Posteriormente, TSUCHIYA & HANG (1987) determinou o número cromossômico 

para nove espécies (A. aurantiaca, A. psittacina, A. pulchella, A. pelegrina, A. 

versicolor, A. haemantha, A. chilensis, A. caryophyllaea e A. hookeri) e mais 25 

cultivares. Todas as espécies apresentaram cariótipo diplóide com 2n = 2x = 16 

cromossomos. Dos cultivares, quatro deles apresentaram número diplóide (2n = 16), 13 

eram triplóides (2n = 24) e oito eram tetraplóides (2n = 32). 

9

A B 

C 

Figura 1 – Ramos reprodutivos de Alstroemeria. (A) A. cunha; (B) A. inodora; (C) A. 

longistaminea; (D) A. psittacina. Fotos de M. C. de Assis. 

taminea, (D) A. psittacina. Fotos de M. C. de Assis. 

HANG & TSUCHIYA (1988) publicaram o número cromossômico de 11 

cultivares, sendo dois deles diplóides (2n = 16), sete triplóides (2n = 24) e dois 

tetraplóides (2n = 32). Os cultivares poliplóides, determinados pelos autores acima 

citados, eram resultantes de duplicação cromossômica e da formação de híbridos 

interespecíficos ao acaso. 

TSUCHIYA & HANG (1989) estudaram 11 espécies (A. aurantiaca, A. 

caryophyllaea, A. chilensis, A. haemantha, A. hookeri, A. ligtu, A. pelegrina, A. 

psittacina, A. pulchra, A. versicolor, A. violacea). Nesse trabalho os autores 

confirmaram o número cromossômico diplóide igual a 2n = 16 para sete espécies que os 

mesmos já haviam estudado em 1987 e determinaram o número cromossômico para 

outras três espécies (A. ligtu, A. pulchra, A. violacea) como sendo 2n = 2x = 16. Estudos 

posteriores também confirmaram que as espécies do gênero Alstroemeria são diplóides 

com 2n = 2x = 16 cromossomos (HUNZIKER & XIFREDA, 1990; PINTO-MAGLIO et 

al., 1995; SANSO, 2002). Uma relação com contagens cromossômicas neste gênero, 

disponíveis na literatura especializada, encontram-se na (Tabela 2). 

D 

10

Tabela 2 – Relação das espécies de Alstroemeria com contagem cromossômica, 

segundo GOLDBLATT (1981, 1984, 1985, 1988) e MISSOURI BOTANICAL 

GRADEN (2008). 

Espécie n 2n Referência 

A. haemantha 8 CORTAZAR, 1948 

A. patagonica 16 MOORE, 1981 

A. pulchra 8 NORDENFLYCHT, 1981 

A. caryophyllaea 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. aurantiaca 8II 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. chilensis 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. haemantha 8II 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. hookeri 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. ligtu 8II, 7II+ 2I 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. pelegrina 8II, 7II + 2I 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. psittacina 8II 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. pulchella 8II 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. pulchra 8II, 7II + 2 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. versicolor 8II 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. violácea 8II 16 TSUCHIYA & HANG, 1989 

A. pelegrina 16 STEPHENS et al., 1993 

A. aurea 16 BUITENDIJK & RAMANNA, 1996 

A. inodora 16 BUITENDIJK & RAMANNA, 1996 

A. philippii 16 BUITENDIJK & RAMANNA, 1996 

A. psittacina 16 BUITENDIJK & RAMANNA, 1996 

A. ligtu 16 BUITENDIJK et al., 1998 

A. magnifica 16 BUITENDIJK et al., 1998 

A. hygrophila 16 MEEROW et al., 1999 

A. orchidioides 16 MEEROW et al., 1999 

HUNZIKER & XIFREDA (1990) realizaram estudos cromossômicos meióticos 

para duas espécies coletadas na argentina, A. aurea e A. psittacina, esta última também 

encontrada no Brasil, e para duas espécies do gênero Bomarea, a espécie argentina B. 

edulis e a espécie colombiana B. setacea. Estes autores determinaram para as espécies 

11

de Alstroemeria número haplóide de cromossomos n = 8 e para as espécies de Bomarea 

n = 9. Embora as espécies de Bomarea apresentem um par cromossômico a mais, estas 

espécies apresentam cromossomos com comprimentos menores em relação aos das 

espécies de Alstroemeria. Segundo os autores, esses resultados sugerem que 

Alstroemeria pode ter se derivado de Bomarea por translocações de material genético 

para outros cromossomos, pela perda de um centrômero e ainda pela adição de cópias 

repetitivas de DNA em todos os cromossomos. 

Trabalho semelhante foi realizado por SANSO & HUNZIKER (1998) onde 

foram realizados estudos cariotípicos e meióticos de duas espécies A. isabellana Herb. e 

A. psittacina Lehm., espécies estas encontradas na Argentina e Brasil, e duas espécies 

argentinas de Bomarea (B. boliviensis Baker e B. edulis Herb). Com os estudos 

meióticos e mitóticos, os autores confirmaram o número cromossômico para o gênero 

Alstroemeria como sendo n = 8 e 2n = 16 e para o gênero Bomarea n = 9 e 2n = 18. Os 

autores constataram que os dois gêneros apresentam consideráveis diferenças entre si no 

número cromossômico e também na fórmula cariotípica. Da mesma forma que os 

autores anteriores, eles sugerem a hipótese de que há uma tendência à diminuição do 

número básico de x = 9 para x = 8, e um aumento do comprimento total da cromatina 

(CTC) já que as espécies de Alstroemeria apresentam maior CTC que as espécies de 

Bomarea. 

Estudos para diversas espécies argentinas de Alstroemeria foram realizados por 

SANSO (1996) e SANSO & XIFREDA (2001) e para espécies chilenas por BAYER 

(1987) e MUNOZ-SCHICK (2003). A partir de um estudo de SANSO (2002), foram 

adicionadas novas identificações de espécies argentinas e chilenas, a saber: A. andina 

ssp. venustula, A. hookeri ssp. cummingrana, A. hookeri ssp. recumbens, A. palliada, A. 

patagonica, A. pseudospathulata e A. pygmaea,. Para as espécies A. andina ssp. 

venustula e a A. pygmaea foi feita a cariotipagem e para as demais espécies (A. 

patagonica, A. pseudospathulata, A. hookeri ssp. recumbens, A. palliada e a A. hookeri 

ssp.cummingrana) foram realizados adicionalmente estudos meióticos. Para todas estas 

espécies estudadas o número de cromossomos encontrado foi 2n = 2x = 16 

cromossomos. 

Com o uso da técnica de bandamento-C, BUITENDIJK & RAMANNA (1996) 

estudaram duas espécies brasileiras de Alstroemeria (A. inodora e A. psittacina), três 

espécies e três subespécies chilenas (A. aurea, A. pelegrina, A. philippii e as 

subespécies A. angustifólia, A. magnífica, e A. ligtu) e dez híbridos interespecíficos. 

12

Mediante a técnica de bandamento foi possível estabelecer os pares cromossômicos de 

todas as espécies e subespécies estudadas. A partir dos padrões de banda-C, os autores 

verificaram similaridade cariotípica entre as espécies estudadas; para as subespécies 

foram verificadas diferenças no padrão de banda-C. 

Para discriminar espécies de Alstroemeria envolvidas na formação de híbridos 

interespecíficos, KUIPERS et al. (1997) usaram uma combinação da técnica de 

hibridação in situ genômico (GISH) com slot-blot e hibridação southern blot. Com a 

técnica de GISH foi possível discriminar claramente as espécies parentais envolvidas na 

formação dos híbridos interespecíficos entre as espécies chilenas e entre espécies 

chilenas e brasileiras. Todas as espécies parentais envolvidas na formação dos híbridos 

e os próprios híbridos eram todos diplóides com 2 n = 2x = 16 cromossomos. 

Estudos de comportamento de cromossomos meióticos e também de 

bandamento-C foram realizados por ISHIKAWA & ISHIZAKA (2002). Estes autores 

estudaram espécies diplóides de A. ligtu e A. pelegrina e seus híbridos interespecíficos 

triplóides e tetraplóides (2n = 16, 3n = 24, 4n = 32). 

2.5 Coloração com Giemsa 

O corante Giemsa é um corante que marca os cromossomos uniformemente 

assim como a técnica do corante carmim acético. Essas técnicas consideradas 

convencionais são limitantes qualitativamente, e muitas vezes não proporcionam uma 

diferenciação longitudinal dos cromossomos. Com o emprego destas técnicas, é 

possível determinar: o número cromossômico das espécies, as medidas dos 

cromossomos, o comprimento total da cromatina, o índice de assimetria, a visualização 

da região centromérica, da constrição secundária e do segmento satélite a ela associada, 

quando presente, a classificação dos cromossomos em categorias, que vão de 

metacêntrico a telocêntrico e o estabelecimento da fórmula cariotípica. 

A obtenção de vários dados cromossômicos através da utilização das técnicas 

convencionais usadas por muitos autores, e em alguns casos a apresentação do cariótipo 

simplesmente corado com corantes convencionais, é insuficiente para uma 

caracterização intraespecífica e/ou interespecífica de espécies, pelo fato dessa 

metodologia não ser capaz de especificar características morfológicas detalhadas, 

muitas vezes necessárias para a identificação individual dos cromossomos. 

Para citar alguns exemplos, temos primeiramente o trabalho realizado por 

SILVEIRA et al. (2006) que, utilizando a técnica de Giemsa, determinaram o número 

13

cromossômico e as medidas dos cromossomos de duas espécies do gênero Myrciaria, 

popularmente conhecida como jabuticaba, a espécie silvestre Myrciaria trunciflora e a 

cultivada Myrciaria cauliflora, como sendo 2n = 22 cromossomos para a espécie 

cultivada e 2n = 48 cromossomos para a nativa. Estes dados permitiram estabelecer a 

divergência presente entre as espécies quanto ao número cromossômico. 

LOMBELLO & FORNI-MARTINS (1998) utilizando a técnica de Giemsa 

determinaram o número cromossômico de 11 espécies pertencentes a sete diferentes 

famílias de trepadeiras. A caracterização destas espécies foi possível com a 

complementação dos dados das medidas de cada par cromossômico e do cálculo do 

índice centromérico. Esses mesmos autores determinaram também através deste tipo de 

coloração o número cromossômico, para outras cinco espécies pertencentes à família 

Sapindaceae, sendo a caracterização das mesmas, também complementada pelas 

medidas e índice centromérico. 

Seguindo basicamente os mesmos dados das análises apresentadas acima, 

ANDRADE et al. (2008) caracterizaram citogenéticamente a espécie Crotalaria 

lanceolata como sendo um diplóide com 2n = 16 cromossomos e fórmula cariotípica 

12M + 4SM. 

FELIX et al. (2008) confirmaram a grande variabilidade cariotípica 

intraespecífica existente no gênero Zephyranthes Herb. (Amaryllidaceae: Hippeastreae). 

Neste estudo apesar das análises dos cromossomos terem sido feitas apenas com os 

corantes convencionais Giemsa e hematoxilina, a determinação cariotípica de 32 

indivíduos de uma população da espécie Zephyranthes sylvatica possibilitou a 

identificação de três citotipos diferentes. 

ORTOLANI et al. (2007) utilizaram a técnica de Giemsa para efetuar a 

cariotipagem da espécie Schlumbergera truncata (Cactaceae) que apresenta plantas com 

flores de diferentes colorações, e também a cariotipagem do híbrido Schlumbergera X 

buckleyi. A diferenciação das espécies nesse gênero, através de características 

fenotípicas, não proporciona por si só uma separação confiável. No entanto, o uso da 

técnica de Giemsa juntamente com o bandamento-C e as medidas cromossômicas, 

foram suficientes para que os autores conseguissem identificar as espécies pelo 

cariótipo, com exceção de apenas uma delas, que não foi identificada nem mesmo com a 

aplicação de bandamento-C. 

As primeiras contagens cromossômicas para o gênero Alstroemeria, realizadas 

por TSUCHIYA et al. (1987), foram efetuadas usando-se o corante convencional 

14

carmim acético. PINTO-MAGLIO et al. (1995) usando igualmente corante 

convencional, como o Giemsa, determinaram também o número cromossômico para 

algumas espécies do gênero Alstroemeria. Estes autores verificaram que a coloração 

com Giemsa era insuficiente para a diferenciação cromossômica intraespecífica e 

interespecífica, visto as espécies do gênero não apresentarem diferenças no número de 

cromossomos e nem diferenças morfológicas nos complementos cromossômicos. Com 

base nesses resultados esses autores iniciaram experimentos inicialmente aplicando as 

técnicas de bandamento com CMA e DAPI, com resultados positivos quanto à 

diferenciação cromossômica das espécies analisadas (dados não publicados). O presente 

trabalho deu continuidade a esta caracterização cariotípica de espécies de Alstroemeria 

não somente através das técnicas de bandamento CMA/DAPI, mas ainda 

complementada com o mapeamento das regiões organizadoras do nucléolo (NOR) 

através do uso das técnicas de hibridação in situ fluorescente (FISH) e da impregnação 

com prata (AgNOR), estando os resultados descritos nesta dissertação. 

Embora as técnicas convencionais de coloração cromossômica, como a 

coloração pelo corante Giemsa permita a diferenciação de espécies, muitas vezes são 

necessárias técnicas de bandamento para uma caracterização mais detalhada dos 

cromossomos individualmente. Técnicas de bandamento-C, bandamento-NOR, 

bandamento com fluorocromos CMA e DAPI entre outras, permitem maior 

detalhamento da estrutura e morfologia dos cromossomos individuais. 

2.6 Bandamento com corantes fluorescentes - CMA3 e DAPI 

A técnica de coloração utilizando corantes fluorescentes (fluorocromos) para 

bandamento tem sido usada para a obtenção de padrões diferenciais característicos de 

bandas fluorescentes nos cromossomos o que proporciona uma análise mais refinada 

dos conjuntos cromossômicos. Os fluorocromos mais utilizados atualmente são o 4‟-6- 

diamidino-2-fenilindol (DAPI) e a Cromomicina A3 (CMA3). 

Segundo SCHWEIZER (1976), preparações cromossômicas com os 

fluorocromos DAPI e CMA3 produzem padrões de bandamento de acordo com a 

afinidade de bases do DNA. O corante fluorescente CMA3 é um fluorocromo que se liga 

as regiões heterocromáticas ricas em bases nitrogenadas guanina e citosina (GC), já o 

DAPI é um fluorocromo que se liga às regiões cromossômicas ricas em bases 

nitrogenadas adenina e timina (AT). Estes fluorocromos podem ser associados a 

antibióticos como a distamicina e actinomicina, respectivamente, para incrementar o 

15

contraste do bandamento. O fluorocromo CMA3 pode ser usado associado ao antibiótico 

distamicina (CMA3-DA) o qual age como um contracorante que se liga às bases AT, 

permitindo um maior contraste nas regiões ricas em GC. Da mesma forma, o DAPI 

quando associado ao antibiótico actinomicina (AMD) faz com que este funcione 

também como um contracorante, neste caso ligando-se às bases GC promovendo maior 

contraste das regiões ricas em AT. 

Os resultados obtidos com o uso de corantes fluorescentes têm permitido um 

melhor entendimento sobre a origem e evolução dos cariótipos de plantas pelo fato 

dessas técnicas permitirem uma comparação entre os padrões de bandas fluorescentes, e 

sua composição, nos diferentes cromossomos e nos diferentes complementos. 

Caracterizações citogenéticas de espécies ornamentais, mediante bandamento 

cromossômico com o uso de fluorocromos, foram realizadas por vários autores. 

Para o gênero Crinum (Amaryllidaceae), AHMED et al. (2004), determinaram o 

número cromossômico e o padrão de bandas CMA3 e DAPI para três subespécies do 

gênero (C. amoenum, C. asiaticum e C. latifolium). A partir destes dados os autores 

foram capazes de determinar que C. latifolium era um alotriplóide de segmento. 

Com o objetivo de encontrar informações adicionais de diferenciação e 

organização genômica para espécies do gênero Hypochaeris (Asteraceae) CERBAH et 

al. (1998) realizaram bandamento com CMA3, impregnação com prata e hibridação in 

situ com sequências de rDNA 18S-5.8S-28S e 5S. Todas as espécies analisadas 

apresentaram bandas CMA3 + , bandas NOR e sinais de hibridação in situ localizados, 

principalmente, na região do satélite e nas constrições secundárias. Todas as bandas 

CMA3 positivas corresponderam às localizações das bandas NOR e dos sinais de 

hibridação com rDNA 18S-5.8S-28S. Baseados nos dados resultantes destas técnicas, os 

autores puderam estudar a evolução cariotípica do gênero. 

Caracterização citogenética com as técnicas de bandamento-C, bandamento com 

fluorocromos CMA e DAPI e hibridação in situ para rDNA, foi também realizada por 

RAN et al. (1999) para quatro espécies do gênero Clívia as quais possuíam número e 

forma de cromossomos muito semelhantes. As diferenças nos padrões de bandamento, 

obtidas entre as espécies permitiram que as mesmas fossem perfeitamente identificadas. 

Para as quatro espécies o padrão de bandamento-C foi muito similar ao do bandamento 

DAPI. Os sítios de rDNA variaram de um a três e coincidiram com as bandas de CMA + 

e com a impregnação com prata para duas espécies (C. miniata e C. gardenii). 

16

CARVALHO & GUERRA (2002) determinaram que as espécies de Manihot e 

cultivares de Manihot esculenta apresentam grande similaridade no complemento 

cromossômico. Todas as espécies apresentaram cariótipo simétrico com 2n = 36 

cromossomos. Com técnicas convencionais de coloração os autores definiram poucas 

variações entre os cariótipos; porém com as técnicas de banda-C, banda-NOR, 

bandamento com corantes fluorescentes CMA e DAPI, e a localização de sequências de 

rDNA 5S e 18S-5.5S-26S diferenciaram efetivamente as espécies. 

Para diferenciação de espécies do gênero Lilium (L. pyrenaicum Gouan, L. 

pomponium L. e L. carniolicum Bernh.) que possuem todas 2n = 24 cromossomos, 

SILJAK-YAKOVLEV et al. (2003) utilizaram as técnicas de impregnação com prata, 

bandamento com os fluorocromos DAPI e CMA3 e hibridização in situ para rDNA. O 

número e a posição das bandas de CMA e o número e localização de sítios de rDNA, 

permitiram que as espécies fossem diferenciadas a nível cromossômico. 

A fim de compreender melhor a citogenética e a evolução do gênero Selaginella 

(Pteridophyta) MARCON et al. (2005) realizaram estudos citogenéticos em sete 

espécies brasileiras do gênero (S. muscosa Spring, S. simplex Baker, S. willdenowii 

Baker, Selaginella sp., S. producta Baker, S. plana, S. convoluta Spring) utilizando 

diferentes métodos de coloração. Determinaram a distribuição de sítios de rDNA 45S, 

bandamento com os fluorocromos CMA com distamicina e DAPI e impregnação com 

prata. O bandamento com os fluorocromos CMA e DAPI mostrou uma fraca 

diferenciação cromossômica. As bandas CMA + mostraram sintenia com os sítios de 

rDNA 45S. As espécies estudadas apresentaram grande variação no comprimento 

cromossômico, quando comparadas entre elas, e o número cromossômico variou de 2n 

= 18, 20 e 24. A partir destes dados associados à localização dos sítios de rDNA, os 

autores concluíram que grandes variações estruturais cariotípicas contribuíram para a 

evolução do gênero, e que as variações do número básico do gênero x = 9 e x = 10 

poderiam ter surgido, neste grupo, duas ou mais vezes independentemente. 

MONDIN et al. (2007) também caracterizaram cromossomicamente a espécie 

Crotalaria juncea (Fabaceae) utilizando técnicas de bandamento-C, impregnação com 

prata, bandamento com fluorocromos e hibridação in situ para as sequências de rDNA 

18S-5.8S-26S e 5S. Os autores descreveram que todos os cromossomos de C. juncea 

apresentaram bandas-C e bandas CMA/DA na região do centrômero, a coloração com 

DAPI resultou em bandas negativas e a hibridação in situ revelou dois sinais de rDNA 

17

18S-5.8S-26S e um de rDNA 5S. A coloração com prata revelou bandas coincidentes 

com alguns dos sítios de rDNA. 

As técnicas de coloração com os fluorocromos CMA e DAPI foram usadas por 

KOEHLER et al. (2008) para rever a delimitação e propor uma classificação mais 

estável para o gênero Christensonella (Orchidaceae). Os dados citogenéticos indicaram 

o número de cromossomos variando de 2n = 36, 38 e 76. Embora estudos 

complementares sejam ainda necessários para uma melhor compreensão do gênero 

Christensonella, os padrões de bandas e a contagem cromossômica sugerem a 

ocorrência de fusão cêntrica e/ou fissão, especialmente para C. ferdinandiana; os 

resultados sugerem também que as espécies com número cromossômico igual a 2n = 36 

evoluíram das espécies com número cromossômico igual a 2n = 38. Portanto, os 

padrões de heterocromatina e outros dados cariotípicos, provaram ser de grande 

importância para entender os padrões evolutivos dentro do gênero. 

Em alguns dos estudos acima ficou claro que a utilização do bandamento com 

fluorocromos é uma ferramenta importante para a diferenciação, caracterização e até 

mesmo uma visualização dos processos evolutivos das espécies. 

Para o gênero Alstroemeria não existem dados publicados sobre a caracterização 

cromossômica através de bandamento com os fluorocromos CMA3 e DAPI. No presente 

trabalho os resultados da aplicação das técnicas de bandamento com CMA e DAPI são 

originais, e são aqui relatados pela primeira vez. Assim, apesar de BAEZA et al. (2006; 

2007) terem usado fluorocromo DAPI para caracterizar os cromossomos das espécies 

chilenas A. ligtu subsp. ligtu e A. ligtu subsp. samsii, A. aurea, A. hookeri e A presliana 

não foram descritos padrões de bandas para as referidas espécies. 

2.7 Hibridação in situ 

A hibridação in situ (HIS) é uma técnica empregada para a visualização de 

sequências definidas de ácidos nucléicos, DNA alvo (DNA ou RNA), em preparações 

celulares, através da hibridação com sequências complementares conhecidas (DNA 

sonda). O objetivo final da hibridação in situ, consiste basicamente na verificação se a 

célula, tecido ou cromossomos possuem sequências de nucleotídeos do DNA utilizado 

como sonda. Esse método foi descrito pela primeira vez por GALL & PARDUE (1969). 

A técnica proporciona a interação entre conhecimento da biologia celular, citogenética 

clássica e genética molecular. 

18

A técnica de hibridização in situ fluorescente (fluorescense in situ hybridization 

- FISH) difere da anterior HIS por utilizar corantes fluorescentes para detectar os 

nucleotídeos marcados da sonda. Nesta técnica podem ser usadas como sonda, 

sequências únicas ou repetitivas (organizadas em tandem) ou ainda o DNA genômico 

total de um organismo, neste caso denominando-se a técnica de GISH (genomic in situ 

hybridization). Essa técnica vem sendo utilizada na construção de mapas físicos de 

cromossomos, na análise e investigação da estrutura, função e evolução dos 

cromossomos, e na detecção de genomas (LEITCH et al., 1994). 

As sondas mais comumente utilizadas são aquelas de sequências repetitivas por 

serem mais facilmente detectadas e por isto proporcionam sinais mais evidentes. Das 

sondas de sequências repetitivas, uma das mais aplicadas são as sequências de rDNA 

45S e 5S. A sonda de rDNA conhecida como pTa71 possui 9,0 Kb e corresponde à 

sequência de DNA ribossômico de Triticum aestivum, que abrange as regiões 28S, 5.8S 

e 26S e foi clonada no plasmídeo pUC19 (GERLACK & BEDBROOK, 1979) e a sonda 

de rDNA 5S conhecida como pScT7 corresponde à sequência de DNA ribossômico 5S 

isolada de Secalle cereale, possui 300-500 pb e foi clonada no plasmídio pUC8, 

(LAWRENCE & APPELS, 1986). 

Com a finalidade de construir uma árvore filogenética ADAMS et al. (2000) 

usaram a técnica de FISH para verificar a distribuição das sequências de rDNA 5S e 

18S-5.8S-26S em 13 espécies de Aloe (Asphodelaceae). As espécies possuem vários 

níveis de ploidia, estão distribuídas em várias regiões geográficas e apresentam uma 

gama de tipos morfológicos diferentes. Os autores constataram que a distribuição de 

sinais de rDNA 5S era semelhante em posição em todas as espécies analisadas, já a 

distribuição de sítios de rDNA 18S-5.8S-26S mostrou-se instável e variável em número, 

localização e tamanho. Os resultados demonstraram claramente que essa região de 

rDNA 45S mudou ao longo da especiação nesse grupo de plantas. 

A fim de determinar a variabilidade de sítios de rDNA 5S e 45S em 20 espécies 

de Passiflora com vários níveis de ploidia, MELO & GUERRA (2003) usaram a técnica 

de hibridação in situ com sondas de rDNA 5S e 45S para investigar a origem da 

variação do número cromossômico básico, propostos para o gênero como sendo x = 6, 

com x = 9, x = 10 e x = 12. O número e a localização dos sítios de rDNA 5S e 45S 

foram consistentes com a hipótese de x = 6 ser o provável genoma ancestral para o 

gênero. 

19

Localização de regiões organizadoras do nucléolo (NORs) para a determinação 

da origem poliplóide das espécies do subgênero Rosa, foi investigada por 

FERNÁNDEZ-ROMERO et al. (2001) pela técnica de hibridação in situ (FISH). 

Regiões NORs reveladas pela hibridação in situ, foram localizadas em cinco espécies 

diplóides com 2n = 2x = 14 cromossomos (Rosa gigantea Coll., Rosa moschata Herrm., 

Rosa multiflora Thunb., Rosa rugosa Thunb. e Rosa sempervirens L.), em uma espécie 

triplóide com 2n = 3x = 21 cromossomos (Rosa chinensis Koehne) e em uma espécie 

tetraplóide com 2n = 4x = 28 cromossomos (Rosa gallica L.). As espécies diplóides, a 

triplóide e a tetraplóide apresentaram respectivamente dois, três e quatro sítios de 

rDNA. Estas análises juntamente com análises meióticas, levaram os autores a 

concluírem que a espécie R. chinensis Koehne é um autotriplóide e R. gallica L. é um 

alopoliplóide natural. 

Informações sobre o cariótipo, organização do genoma e a evolução de sítios de 

rDNA para o gênero Silene, foram determinados por SIROKÝ et al. (2001). Quatro 

espécies (S. latifolia, S. vulgaris, S. pendula, S. chalcedonica) pertencentes a diferentes 

seções foram estudadas e todas apresentam mesmo número cromossômico, 2n = 2x = 

24. A hibridação in situ com duas sondas de rDNA 45S e 5S simultaneamente, revelou 

acentuada variação no número e localização dos loci de rDNA. Com isso, os autores 

indicaram que o genoma das espécies, altamente diversificado, é resultante de inúmeras 

amplificações de DNA e translocações. 

Visando aumentar a compreensão da história evolutiva da espécie Camellia 

reticulata e esclarecer a origem de poliplóides, GU & XIAO (2003) utilizaram a técnica 

de hibridação in situ com sonda de rDNA 18S-26S para a construção de mapas físicos 

para três tipos de ploidia da espécie C. reticulata e suas espécies afins, C. japonica, C. 

yunnanensis, C. pitardii e C. saluenensis. Foram observados oito, 12 e 18 sítios de 

rDNA no genoma diplóide, tetraplóide e hexaploide respectivamente. Os autores 

verificaram através da multiplicidade de número, de tamanho, e da localização dos sítios 

de rDNA que o comportamento dos sítios de rDNA era extremamente complexo, 

impedindo qualquer conclusão a respeito dos possíveis parentais dessas espécies 

poliplóides. 

Com o objetivo de esclarecer a ascendência de espécies poliplóides do gênero 

Hordeum de origem americana, TAKETA et al. (2005) utilizaram a técnica de 

hibridação in situ com as sondas de rDNA 5S e 18S-25S. Os autores determinaram que, 

todas as espécies estudadas apresentavam variação nas sequências de rDNA. Seis 

20

espécies tetraplóides diferenciaram-se no número de sítios de rDNA e quatro espécies 

hexaploides foram similares em número e localização dos sítios correspondentes às duas 

sondas. Baseado nesses dados os autores concluíram que as espécies tetraplóides 

parecem ser alopoliplóides com genoma de uma espécie diplóide asiática e de outra 

espécie diplóide americana. 

Trabalho semelhante, de investigação parental, foi realizado por LIM et al. 

(2007) os quais utilizaram ferramentas da citogenética molecular para investigar a 

suposta origem do alopoliplóide Iris versicolor envolvendo os progenitores Iris 

virginica (2n = 70) e Iris setosa (2n = 38). A técnica de GISH mais a de FISH com as 

sondas de rDNA 5S e 18-26S foram utilizadas para identificar a origem parental dos 

cromossomos. A técnica de GISH aplicada nos cromossomos da espécie I. versicolor 

mostrou que esta herdou o complemento cromossômico das duas espécies em questão e 

o FISH revelou que todos as sítios de rDNA 18-26S presentes em I. versicolor são 

herdados de I. virginica. Em contraste, os dois sítios de rDNA 5S presentes em I. 

versicolor são encontrados, um em cada espécie, I. setosa e I. virginica. Estes dados 

confirmaram a hipótese de que I. versicolor é um alopoliplóide envolvendo as espécies 

I. virginica e I. setosa. 

Como no gênero Lilium as espécies podem se reproduzir através da apomixia, 

MARASEK et al. (2004) realizaram estudo através da utilização de métodos citológicos 

e citogenética molecular para confirmar a natureza de plantas obtidas a partir de 

cruzamentos de Lilium henryi com as cultivares „Marco polo‟ e „Expression‟. De acordo 

com análises citológicas, todos os genótipos testados apresentaram 2n = 2x = 24 

cromossomos. A técnica de GISH e de FISH com as sondas de rDNA 5S e 25S foram 

utilizadas para a verificação a origem dos cromossomos parentais dessas plantas. A 

presença dos marcadores cromossômicos característicos de cada um dos genótipos 

parentais confirmou que as plantas obtidas do referido cruzamento eram realmente 

híbridas. 

Comparação cariotípica entre populações de duas espécies de Grindelia Willd. 

(2n = 12) e três espécies de Haplopappus Cass. (2n = 10 e 2n = 12) de origem chilena 

pertencentes à família Asteraceae, foram realizadas por BAEZA & SCHRADER 

(2005). A realização da hibridação in situ com as sondas de rDNA 45S e 5S, confirmou 

a hipótese de que os cariótipos das espécies Grindelia e Haplopappus não passaram por 

grandes mudanças durante a evolução, não havendo dúvidas entretanto, quanto à 

21

ocorrência de pequenos rearranjos cromossômicos, principalmente nos sítios de rDNA 

5S. 

Estudando polimorfismo cromossômico dos genes ribossomais do gênero Oryza, 

CHUNG et al. (2008) com o uso da técnica FISH e sondas de rDNA 18S-5.8S-28S 

determinou que inversões cromossômicas e transposição de sequências de rDNA podem 

tem ocorrido durante a evolução da espécie Oryza. 

Um dos primeiros estudos em espécies de Alstroemeria usando a técnica de 

hibridação in situ, foi o de KUIPERS et al. (1998). Estes autores efetuaram a 

caracterização de quatro espécies chilenas e brasileiras de Alstroemeria (A. aurea, A. 

inodora, A. pelegrina, e A. psittacina) baseada na localização física de sequências 

repetitivas e de retrotransposons. Os autores utilizaram a técnica de FISH com a sonda 

de rDNA 18S-5.5S-25S (pTa71) para a detecção da sequência ribossomal e as sondas 

A001-I e D32-18 para as demais sequências repetitivas. As análises de sequências 

amplificadas, correspondentes Ty1-copia, mostraram grande heterogeneidade entre 

sequências de aminoácidos e revelaram algumas bandas características para cada uma 

das espécies brasileiras e chilenas. A técnica de hibridação in situ mostrou ainda grande 

dispersão na distribuição dos retrotransposons. 

KAMSTRA et al. (1999), empregaram a técnica de hibridação in situ (FISH) e a 

técnica de hibridação in situ genômica (GISH) para estimar a extensão e a localização 

de cromossomos homeologos e cromossomos recombinantes na meiose de plantas 

híbridos, obtidas do cruzamento de A. aurea X A. inodora. Quatro diferentes sondas 

foram utilizadas para a análise do FISH: A001-1, D32-13, pTa71 e pTa794. As análises 

com GISH e FISH permitiram a identificação precisa dos cromossomos das plantas 

hibridas. 

Recentemente BAEZA et al. (2007) caracterizaram acessos de cinco espécies de 

Alstroemeria L. chilenas (A. aurea, A. hookeri, A. ligtu, A. pelegrina e A. presliana) 

usando a técnica de FISH com uma sonda de sequência repetitiva denominada A001-1 

além de sondas de rDNA 5S e 45S. Para o rDNA5S os autores constaram alto grau de 

polimorfismo entre diferentes populações de uma das espécies estudadas. O número de 

pares de cromossomos com o sítio de rDNA 5S variou também entre as espécies 

analisadas sendo em números de 5, 7, 5, 3 e 7 respectivamente em A. aurea, A. hookeri, 

A. ligtu, A. pelegrina e A. presliana. Comparativamente o número de sítios de rDNA 

45S variou em menor grau tendo sido registrado respectivamente 7, 7, 6, 5 e 7 

respectivamente para as mesmas espécies acima mencionadas. Os autores visualizaram 

22

ainda a co-localização de sinais dessas três sondas em graus diferentes para cada uma 

das espécies. Os autores enfatizaram que essas observações relativas às regiões das 

sequências de rDNA revelam uma alta dinâmica evolucionaria no gênero Alstroemeria. 

Apesar de KUIPERS et al. (1998) e KAMSTRA et al. (1999), terem usado a 

técnica de FSH para estudos cromossômicos de espécies brasileiras de Alstroemeria 

(duas delas caracterizadas no presente trabalho) e também híbridos entre espécies 

brasileiras e entre espécies brasileiras e chilenas, os autores não caracterizaram essas 

espécies, pois não descreveram o número de sítios de rDNA ou a localização destes 

sítios nos cariótipos das referidas espécies. 

Para as espécies brasileiras do gênero Alstroemeria não existem dados 

publicados sobre caracterização cariotípica que incluem técnicas de mapeamento das 

regiões de rDNA através da técnica de FISH. No presente trabalho são apresentadas 

pela primeira vez caracterizações cariotípicas para quatro espécies brasileiras de 

Alstroemeria que inclui este tipo de análise. 

2.8 Bandamento cromossômico com nitrato de prata – AgNOR 

Os cromossomos podem ser bandados aplicando-se diversas metodologias, entre 

as quais o bandamento NOR (nucleolar organizer regions), o qual evidencia as regiões 

cromossômicas responsáveis pela organização nucleolar durante a interfase mitótica. 

Essas regiões foram caracterizadas pela primeira vez por McCLINTOCK (1934), que 

atribuiu a essas regiões o nome de NOR (ou região organizadora do nucléolo - RON). 

A técnica da banda-NOR utiliza o nitrato de prata, o qual tem afinidade por 

proteínas nucleolares presentes nos nucléolos e constrições secundárias de 

cromossomos que possuem genes de rDNA envolvidos na formação da NOR. Esta 

técnica por impregnação de prata detecta unicamente NORs que estiveram ativas na 

ultima divisão celular (GOODPASTURE & BLOOM, 1975). 

Com a finalidade de identificar as NORs de seis espécies de Lathyrus, (L. 

blepharicarpus Boiss., L. cassius Boiss., L. hirsutus L., L. odoratus L., L. sativus L., L. 

tingitanus L.) MURRAY et al. (1992) utilizaram a coloração com a técnica de 

impregnação com prata e a técnica de hibridização in situ. As espécies apresentaram, 

nos seus complementos cromossômicos, diferentes números de cromossomos 

metacêntricos e acrocêntricos e diferentes números e posições de constrições 

secundárias. A impregnação com prata ocorreu na região do centrômero na maioria das 

23

espécies e os sinais de hibridação in situ ocorreram em número de dois e quatro sítios. 

Os sítios de hibridação presentes nos complementos corresponderam às bandas de prata. 

Um elevado número de constrições secundárias está presente na espécie Allium 

sphaerocephalon. Para a confirmação se todas as constrições secundárias estariam 

envolvidas na formação nucleolar, GARRIDO-RAMOS et al. (1992) analisaram o 

cariótipo dessas espécies usando o bandamento com prata. Os resultados citológicos 

demonstraram que todas as constrições secundárias poderiam estar envolvidas na 

organização nucleolar. 

Estudo cromossômico para seis espécies do gênero Stevia (S. leptophylla, S. 

myriadenia, S. ophryophylla, S. rebaudiana, S. selloi) foi realizado por FREDERICO et 

al. (1996), utilizando da técnica de impregnação com prata. Pela análise da morfologia 

cromossômica os autores identificaram cada espécie, as quais apresentaram número 

diplóide de cromossomos (2n = 22), porém com diferenças no comprimento dos braços 

cromossômicos entre os complementos cromossômicos das espécies. No entanto, a 

reação positiva para a impregnação com a prata foi observada apenas no braço curto do 

cromossomo três da espécie S. rebaudiana, confirmando a presença de uma região 

organizadora do nucléolo, o que levou os autores a sugerirem que a evolução no gênero 

Stevia tenha ocorrido através de inversões pericêntricas. 

Em alguns dos estudos acima ficou claro que a utilização da técnica de 

impregnação com a prata é de fundamental importância para melhor entendimento das 

regiões organizadoras do nucléolo e sua relação com a evolução dos complementos 

cromossômicos. Em espécies do gênero Alstroemeria também não se tem relatos de 

estudos com bandamento NOR, portanto são inéditos os resultados da aplicação da 

técnica de impregnação com a prata AgNOR apresentados no presente trabalho. 

24

3.1 Material 

3 MATERIAL E MÉTODOS 

Foram utilizadas raízes de quatro espécies do gênero Alstroemeria. As plantas 

utilizadas no presente estudo (Tabela 3) encontram-se em cultivo na estufa do Centro de 

Pesquisa e Desenvolvimento de Recursos Genéticos Vegetais e constituem parte do 

Banco de Germoplasma de Plantas Ornamentais do Instituto Agronômico de Campinas 

(IAC) (Figuras 2 e 3). As exsicatas dos materiais estudados foram depositadas no 

Herbário do IAC. 

Tabela 3: Espécies de Alstroemeria usadas neste estudo, seus respectivos locais de 

coleta e o número de introdução no herbário do IAC. 

Espécie Local de coleta 

Registro no 

herbário 

A. cunha Vell. Barra do Turvo – SP. IAC - 50436 

A. inodora Herb. 

A. longistaminea Mart. 

Bairro Alto do Campestre em São Bento 

do Sapucaí – SP. 

Distrito de Santa Terezinha em Castro 

Alves – BA. 

IAC - 49693 

IAC - 50435 

A. psittacina Lehm. Barra do Ouro Rio Grande do Sul – RS. - 

As espécies aqui estudadas são nativas do Brasil e podem ser encontradas em 

diferentes ambientes. Habitualmente, A. cunha e A. inodora são encontradas no interior 

de florestas estacionais semidecíduas; A. longistaminea é encontrada em afloramentos 

rochosos e em locais sombreados das caatingas e A. psittacina é encontrada em locais 

sombreados no interior ou na orla de mata. A espécie A. psittacina, além do Brasil, é 

encontrada também na Argentina, Uruguai e Paraguai (SANSO & HUNZIKER, 1998; 

ASSIS, 2001). 

25

A B 

D 

F 

Figura 2 – Ramos reprodutivos de espécies do gênero Alstroemeria em cultivo na 

estufa do Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Recursos Genéticos Vegetais do 

Instituto Agronômico de Campinas (IAC), caracterizadas citologicamente neste 

trabalho. A, B e C – A. cunha; D, E e F – A. inodora. Fotos de C.A.F. Pinto-Maglio. 

C 

E 

26

A 

D 

F G 

Figura 3 – Ramos reprodutivos e frutos de espécies do gênero Alstroemeria em cultivo 

na estufa do Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Recursos Genéticos Vegetais do 

Instituto Agronômico de Campinas (IAC), que foram usadas no trabalho. A, B, C e D – 

A. longistaminea; E e F – A. psittacina; G – Frutos de A. cunha. Fotos de C. A.F. Pinto- 

Maglio. 

B 

C 

E 

27

3.2 Métodos 

3.2.1 Germinação de sementes 

Sementes foram colocadas para germinar em placas de Petri com papel de filtro 

umedecido com água destilada. As placas foram mantidas à temperatura ambiente, em 

fotoperíodo de 8 horas sob luz incandescente e fluorescente simultaneamente. 

Após um período de aproximadamente dois a três meses, as raízes com 

comprimento de 3 mm (aproximadamente igual ao diâmetro da semente) foram 

coletadas e pré-tratadas com anti-mitótico. 

3.2.2 Pré-tratamento de raízes e fixação 

O pré-tratamento das raízes, para se obter maior quantidade de células na fase de 

metáfase, foi realizado com o anti-mitótico para-diclorobenzeno (PDB) (solução 

saturada) por 9 horas à temperatura de 15ºC. 

Após o pré-tratamento, as raízes foram fixadas em Carnoy (solução de álcool 

etílico e ácido acético, na proporção 3:1) sendo o material, neste estágio, submetido ao 

vácuo durante 3 minutos. Em seguida à fixação, o material permaneceu durante 24 

horas à temperatura ambiente. Após as 24 horas, o fixador foi trocado e o material 

transferido para geladeira (4 –5ºC) onde permaneceu também por mais 24 horas. Em 

seguida, foi armazenado em freezer (-18ºC) até a sua utilização nas preparações 

citológicas. 

3.2.3 Hidrólise e preparações citológicas 

Para as preparações citológicas, as pontas das raízes já fixadas e armazenadas no 

freezer, foram lavadas com água destilada e na sequência, em tampão citrato (citrato 

trissódico-hidratado mais ácido cítrico-monohidratado, pH 4.5). Em seguida, para o 

amolecimento do meristema, as raízes foram hidrolisadas em solução enzimática (0,2% 

celulase, 0,2% citohelicase, 0,2% pectoliase diluídas em 2 mM de tampão citríco-citrato 

pH 4,5) à 37ºC em banho maria por 30 a 40 minutos. Após a hidrólise das raízes, foram 

montadas as preparações citológicas, isolando-se o tecido meristemático diretamente 

numa lâmina com o auxílio de um bisturi e lupa, e em seguida esmagando-o em ácido 

acético 45%. O material foi coberto com lamínula, a lâmina foi aquecida em chama, e o 

esmagamento completado pressionando-se a preparação aquecida entre duas folhas de 

papel filtro para retirar o excesso de ácido acético e promover o espalhamento dos 

cromossomos. Em seguida, as preparações foram analisadas em microscópio com 

28

condensador de contraste de fase. As preparações que apresentavam grande número de 

células na fase de metáfase foram selecionadas e imersas rapidamente em nitrogênio 

líquido para a retirada das lamínulas. Após a retirada da lamínula, as lâminas 

permaneceram secando em temperatura ambiente durante um dia e após este período, 

foram armazenadas na geladeira até serem utilizadas para as diferentes técnicas. 

3.2.4 Microscopia e análise das imagens 

Todas as preparações citológicas deste estudo foram analisadas em um 

microscópio Olympus BX50 com acessório para epifluorescência e câmera digital 

refrigerada Olympus Q-Color 3. 

Para as lâminas com as técnicas de bandamento fluorescente e com a técnica de 

hibridação in situ usaram-se os seguintes filtros: U-MWU para DAPI (AZUL/UV – 

excitação a 330/385 nm e emissão a 420 nm), U-MWBV para CROMOMICINA 

(VERDE/UV – excitação a 400/440 nm e emissão a 475 nm) e U-MNB2 para FITC 

(VERDE/UV – excitação a 450 nm e emissão a 570 nm) para os sinais de fluoresceína 

na hibridação in situ. Para as análises das lâminas sem coloração, as coradas com 

corante Giemsa e as impregnadas pela prata, usou-se o mesmo microscópio com o 

condensador para contraste de fase. 

As imagens foram capturadas através de um sistema de análise de imagens 

computadorizado e com o software Image-ProPlus versão 6.0 (Media Cybernetics, Inc, 

Silver Spring, MD, USA). 

3.2.5 Coloração com Giemsa 

Para a coloração com Giemsa, as lâminas preparadas e armazenadas conforme 

item 3.2.3, foram retiradas da geladeira e mantidas em suporte até ficarem 

completamente secas. 

Após a secagem, as lâminas foram colocadas em uma cuba contendo Giemsa 2% 

(98 ml de água e 2 ml de Giemsa) e mantidas por 3 minutos. O tempo ideal de coloração 

foi estabelecido monitorando-se, ao microscópio, as lâminas submetidas a diferentes 

tempos de coloração com Giemsa. 

Após os 3 minutos as lâminas foram lavadas com água destilada e mantidas em 

temperatura ambiente para secarem. Após a secagem foram montadas com Permount. 

Em seguida as lâminas foram analisadas conforme descrito no item 3.2.4. 

29

3.2.6 Bandamento com CMA3/DA (Cromomicina A3/distamicina) 

Para a coloração com CMA3/DA foi usado o procedimento descrito por 

SCHWEIZER (1976). As lâminas mantidas na geladeira foram retiradas e deixadas em 

suporte até atingirem a temperatura ambiente. 

Sobre as lâminas secas foram aplicados 50 µl de tampão com CMA3 sendo a 

seguir cobertas com lamínulas e mantidas a temperatura ambiente no escuro por uma 

hora. Em seguida as lamínulas foram retiradas, as lâminas lavadas com água deionizada 

e deixadas a secar ao ar, no escuro, por aproximadamente 20 minutos. 

Nas lâminas já secas, foram adicionadas 50 µl da solução de distamicina, 0,1 

mg/ml, as quais foram incubadas durante 20 minutos, no escuro, e em temperatura 

ambiente. Em seguida, as lamínulas foram retiradas e as lâminas passaram por uma 

rápida lavagem com água deionizada e novamente deixadas a secar, no escuro, à 

temperatura ambiente. 

Depois de secas, colocou-se a solução de Cloreto de Magnésio 1M e tampão 

Mcllvane nas lâminas, as quais permaneceram em incubação em estufa à temperatura de 

37ºC durante três dias. Após a incubação, as lâminas foram analisadas em microscópio 

com filtro apropriado e as imagens capturadas conforme item 3.2.4. 

3.2.7 Bandamento com DAPI/AMD (4’-6-diamidino-2-fenilindol/actinomicina D) 

Para a coloração com o DAPI/AMD seguiu-se também o procedimento descrito 

por SCHWEIZER (1976). As lâminas mantidas na geladeira foram retiradas e deixadas 

em suporte até atingirem a temperatura ambiente. Em seguida foram aplicados sobre 

cada lâmina 100 µl da solução de actinomicina D (AMD) (0,2 mg/ml em uma ampola 

de água deionizada) tendo-se o cuidado de colocar uma lamínula. Essas lâminas assim 

preparadas foram mantidas no escuro por um período de 20 minutos, em seguida 

lavadas rapidamente com água deionizada e deixadas secar ao ar no escuro. 

Após a secagem das lâminas, foram aplicados 50 µl da solução de DAPI (2 µl da 

solução estoque de DAPI acrescido de 198 µl de água), foi colocada uma lamínula, e as 

preparações citológicas permaneceram mais 30 minutos no escuro. Em seguida, as 

lâminas passaram por uma rápida lavagem com água deionizada e novamente foram 

deixadas secar ao ar no escuro. 

Depois de secas, as lâminas foram montadas com 5 µl de uma mistura de 

glicerina para fluorescência e água (proporção de 1:4), e em seguida analisadas em 

30

microscópio com filtro específico para o fluorocromo DAPI e as imagens documentadas 

conforme item 3.2.4. 

3.2.8 Bandamento com nitrato de prata - AgNOR 

Para o bandamento com nitrato de prata, seguiu-se o protocolo de HOWELL & 

BLACK (1980). As lâminas armazenadas em geladeira foram transferidas e mantidas 

em temperatura ambiente até secarem. 

Nas preparações citológicas foram colocadas duas soluções sendo a primeira 

delas composta de 0,02 g/ml de gelatina e 0,01 ml de ácido fórmico diluído em água e a 

segunda composta por 0,5 g/ml de nitrato de prata dissolvido em água. Essas soluções 

foram colocadas sequencialmente e na proporção de 1: 2 respectivamente. 

As lâminas foram cobertas com lamínulas 24 X 40 mm e incubadas na estufa a 

70°C por um tempo variando de 3 a 4 minutos. A determinação do tempo ideal de 

coloração foi realizada monitorando-se, ao microscópio, as lâminas submetidas a 

diferentes tempos de incubação. Quanto maior o tempo de incubação maior a oxidação 

da prata e escurecimento da coloração. 

Após a incubação as lâminas foram lavadas com água deionizada e deixadas em 

temperatura ambiente para secar. Depois de secas, foram montadas com meio de 

montagem Permount, analisadas em microscopia de fase e as imagens registradas 

conforme descrito no item 3.2.4. 

3.2.9 Hibridação in situ fluorescente 

3.2.9.1 Sondas 

Para a hibridação in situ, foram usadas duas sondas de rDNA; a pTa71 que 

corresponde à sequência de DNA ribossômico de Triticum aestivum, que abrange as 

regiões 18S, 5.8S e 26S, com 9,0 Kb (GERLACK & BEDBROOK, 1979) clonada no 

plasmídeo pUC19. E a sonda pScT7 correspondente à sequência de DNA ribossômico 

5S isolado de Secalle cereale com 300-500 pb (LAWRENCE & APPELS, 1986) 

clonada no plasmídeo pUC8. 

3.2.9.2 Hibridação molecular in situ de sondas de DNA ribossomais de 45S e 5S 

Para a técnica de hibridação in situ fluorescente foi utilizado o protocolo descrito 

por PENDAS et al. (1993) e modificado por PINTO-MAGLIO et al. (2000). Este 

protocolo consta das seguintes etapas: 

31

a) Amplificação e marcação de sonda 

A marcação das sondas foi feita através de reação de “nick translation” usando 

digoxigenina-11-dUTP (Roche) conforme instruções do fabricante. 

b) Pré-tratamento das preparações citológicas 

Antes da hibridação, o material foi pré-tratado com RNAse e pepsina para 

reduzir a ocorrência de hibridações não específicas e interações com proteínas ou outros 

componentes celulares. 

c) Desnaturação da sonda e cromossomos 

A desnaturação das sondas e dos cromossomos das preparações citológicas, com 

o objetivo de obter fitas simples de DNA, foi realizada separadamente. A sonda 

marcada foi primeiramente diluída numa mistura contendo sais (20XSSC), formamida, 

tampão fosfato e dextran sulfato e a desnaturação propriamente dita foi feita 

submetendo-se a sonda diluída a uma temperatura de 99°C por 8 minutos em banho- 

maria. Os cromossomos foram desnaturados, adicionando-se às preparações citológicas, 

uma mistura contendo: sais, formamida e tampão fosfato e em seguida submetidas a 

uma temperatura 80°C por 2 minutos. 

d) Hibridação 

Para a hibridação, as preparações foram incubadas em câmara úmida e mantidas 

em estufa a 42°C por aproximadamente 16 horas (overnight). 

e) Lavagens após hibridação 

Após a hibridação as lâminas foram lavadas em soluções salinas estringentes 

com o objetivo de remover o excesso das sondas não hibridadas ou não inteiramente 

associadas, de modo a permanecer nas preparações citológicas, somente as ligações das 

seqüências perfeitamente hibridadas. 

f) Detecção dos sinais da hibridação 

Após a hibridação e lavagens estringentes foi realizada reação tipo antígeno 

anticorpo para a detecção dos sinais de hibridação nos cromossomos. Para isto colocou- 

se nas lâminas, 15 µl de anti-digoxigenina conjugada com isocianato de fluoresceína 

(FITC) as quais permaneceram incubadas em câmara úmida a 37ºC por 45 minutos. 

As lâminas foram finalizadas com o meio de montagem para fluorescência 

Vectashield (Vector Laboratories) com o contracorante 4‟-6-diamidino-2-fenilindol 

(DAPI). 

A visualização de sítios de hibridação é decorrente da excitação do fluorocromo 

através de luz de comprimento de onda adequado ao fluorocromo escolhido. Os sinais 

32

obtidos por emissão foram analisados no microscópio de fluorescência com filtros 

apropriados e as imagens capturadas conforme descrito no item 3.2.4. 

Como as duas sondas foram marcadas com digoxigenina, e detectadas com anti- 

digoxigenina com FITC ambas resultaram em sinais que foram visualizados na cor 

verde. Para uma melhor distinção dos sinais correspondentes às duas sondas, alterou-se, 

através do software Image-ProPlus, a cor do sinal visualizado para a sonda pTa71 como 

sendo correspondente à cor vermelha do fluorocromo Cy3. 

3.2.10 Medidas dos cromossomos 

Para a obtenção das medidas dos cromossomos foi usado o programa 

MicroMeasure versão3.3 (MM) próprio para análises das medidas cromossômicas e 

disponibilizado no site http://www.colostate.edu/Depts/Biology/MicroMeasure pelo 

departamento de Biologia da Colorado State University (REEVES & TEAR, 2000; 

REEVES, 2001). A partir de imagens capturadas pelo analisador de imagens os 

cromossomos foram medidos em 10 células de cada espécie, sendo utilizado como 

padrão a média da medida dos pares cromossômicos e dos braços, incluindo a posição 

centromérica. A nomenclatura para a morfologia cromossômica adotada foi a de 

LEVAN (1964) e os pares cromossômicos foram alinhados pelos centrômeros e 

numerados em ordem decrescente de tamanho. 

Para a caracterização do cariótipo foram utilizadas medidas dos CTC 

(comprimento total de cromatina), calculado mediante somatória do tamanho individual 

de todos os cromossomos, IC (índice centromérico) de cada par cromossômico 

calculado de acordo com LEVAN (1964), e do índice TF% (índice de assimetria) 

calculado de acordo com HUZIWARA, (1962). Também foi calculado o número 

fundamental (número de braços cromossômicos no complemento cromossômico), de 

acordo com MATTHEY (1945) e o coeficiente de variação da média dos pares 

classificados segundo GOMES (2000). 

Os cariogramas foram montados a partir das imagens capturadas em contraste de 

fase as quais foram editadas com o programa Corel Draw. Os ideogramas foram feitos 

com o uso do programa Microsoft Word com base nas médias das medidas dos braços 

dos cromossomos. 

33

4.1. Alstroemeria cunha 

4 RESULTADOS 

4.1.1 Microscopia de fase e coloração com Giemsa 

A partir das análises realizadas nas preparações citológicas sem corante 

capturadas em microscopia de fase (Figura 4A) e nas coradas com coloração Giemsa 

(Figura 4B) visualizaram-se os cromossomos com coloração homogênea, sem a 

ocorrência de regiões diferenciadas exceto a região centromérica. Essas análises 

indicam que a espécie A. cunha apresenta número cromossômico diplóide 2n = 2x = 16. 

O complemento apresenta cromossomos com morfologias distintas (Figura 4C), sendo 

os pares 1 e 7 metacêntricos, o par 8 submetacêntrico, o par 2 subtelocêntrico e os pares 

3, 4, 5 e 6 telocêntricos conforme tabela 4. 

Nos cromossomos da espécie A. cunha, observados com Giemsa e em contraste 

de fase, foi registrada a presença de microssatélites nos braços curtos dos pares 

cromossomos telocêntricos 3, 4, 5 e 6 (Figuras 4A e 4C). 

4.1.2 Bandamento CMA3/DA 

O bandamento dos cromossomos da espécie A. cunha com o fluorocromo 

CMA3/DA revelou bandas fluorescentes localizadas na região do centrômero dos quatro 

pares telocêntricos, os pares 3, 4, 5 e 6 (Figuras 5A - setas, 6A e 6E). Nos demais pares 

cromossômicos, 1, 2, 7 e 8 bandas fluorescentes de CMA3/DA não foram observadas. 

Esta técnica foi aplicada pela primeira vez nesta espécie no presente trabalho. 

4.1.3 Bandamento DAPI/AMD 

O bandamento com o fluorocromo DAPI/AMD revelou bandas fluorescentes 

específicas para cada um dos pares cromossômicos do complemento desta espécie 

(Figura 5B). Esses resultados, com a técnica de DAPI/AMD para a espécie A. cunha são 

apresentados pela primeira vez no presente trabalho. 

No par cromossômico 1 foram identificadas três bandas fluorescentes, duas 

terminais, uma em cada braço, e a outra pericentromérica localizada em um dos braços. 

Os pares cromossômicos 2, 7 e 8 caracterizam-se pela presença de uma única banda em 

cada um dos braços. Nos cromossomos 2 e 7 a banda localizada no braço curto toma 

quase toda a sua extensão e no cromossomo 8 a banda é relativamente menor e terminal. 

Nestes cromossomos as bandas localizadas no braço longo dos três pares são terminais 

34

sendo que a banda do par 2 apresenta-se relativamente maior que as demais (Figuras 

5B, 6B e 6E). 

Os quatro cromossomos telocêntricos não apresentaram bandas DAPI positivas 

na extremidade correspondente ao braço curto. Dentre estes cromossomos o par 3 

destacou-se dos demais pelo maior número de bandas no braço longo. Em seguida os 

pares 4 e 6 apresentam também no braço longo bandas terminais, destacando-se entre 

eles o par 4 por ter uma banda relativamente maior. O par 5 destaca-se dos telocêntricos 

e demais cromossomos do complemento por apresentar apenas 2 bandas no braço longo 

(Figuras 5B, 6B e 6C). Não foi encontrada qualquer banda DAPI + localizada na região 

do centrômero. 

A B 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

Figura 4 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria cunha. (A) Imagem em 

microscopia de fase; (B) Coloração com Giemsa; (C) Cariograma. Barra = 10μm. 

35

4.1.4 Hibridação in situ fluorescente (FISH) 

A hibridação in situ (FISH), com a sonda pTa71, ou sequência de rDNA 45S, 

nos cromossomos de A. cunha resultou na identificação de vinte e três sítios, 

distribuídos entre os 8 pares de cromossomos (Figura 5C). 

No par 1 metacêntrico foram identificados dois sinais, cada um deles localizados 

nas regiões terminais dos diferentes braços. Este par apresentou-se dimórfico em relação 

a um destes sinais que foi observado em apenas um dos cromossomos do par (Figuras 

5C – seta e 16A). 

O par cromossômico 2 caracteriza-se por apresentar 3 sinais, o maior número de 

sítios de hibridação de rDNA 45S registrado para esta espécie. Neste cromossomo o 

sinal terminal do braço maior apresenta-se geralmente como sinal quádruplo, ou seja, 

um sinal em cada uma das cromátides já duplicadas (cromonemas) (Figuras 5C e 6C). 

Todos os cromossomos telocêntricos (pares 3, 4, 5, 6) apresentam sinais de hibridação 

na região centromérica, com exceção do par 3 que apresenta adicionalmente um sinal na 

extremidade do braço longo. No par 4 o sítio de hibridação para a sequência 45S se 

apresenta polimórfico, com tamanhos diferentes nos cromossomos homólogos (Figuras 

5C, 6C, 6E e 16A). Os pares 7 e 8 apresentam igualmente os sinais de hibridação 

exatamente na região do centrômero, sendo que o sinal do par 8 é extremamente 

pequeno e comparativamente igual em tamanho a um dos sinais do par 4. 

O uso da sonda pScT7 resultou na visualização de sítios de hibridação em três 

pares cromossômicos. No par cromossômico metacêntrico 1 os sinais estão situados na 

região terminal de um dos braços. Nos pares cromossômicos 2 (submetacêntricos) e 3 

(telocêntricos) os sinais estão localizados nas regiões centroméricas, sendo o sítio de 

hibridação do par 2, extremamente pequeno e de difícil visualização (Figura 5D - seta). 

A aplicação de FISH com sequências de rDNA 45S e 5S é inédita para esta espécie. 

4.1.5 Bandamento AgNOR 

Com relação ao bandamento com nitrato de prata para a espécie A. cunha, a 

visualização de bandas indicadoras de regiões NOR foi positiva em poucas células. 

Nestas células, embora com bandas visíveis, não foi possível definir o número e a 

localização exata das mesmas nos respectivos cromossomos. Verificou-se apenas que 

são numerosas (Figuras 17A e 17B). Este resultado também é inédito para esta espécie. 

36

A B 1 

C 

4 

6 

5 4 

8 

1 

1 

4.1.6 Medidas cromossômicas 

3 

2 6 2 

8 

Figura 5 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria cunha. (A) Bandamento com 

CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; (C) Sinais de hibridação in situ 

fluorescente (vermelho) com sonda de rDNA 45S - pTa71; (D) Sinais de hibridação 

(verde) com sonda de rDNA 5S - pScT7. Barra = 10μm. 

As medidas dos comprimentos totais dos cromossomos da espécie A. cunha 

variaram de 8,06 ± 0,58 µm a 30,05 ± 4,17 µm e os respectivos coeficientes de variação 

(CV%) dessas medidas foram menores que 20% (Tabela 4). O comprimento total da 

cromatina (CTC) para a espécie A. cunha foi de 216,41 ± 15,82 µm e o índice de 

assimetria TF% de 22,40% (Tabela 8). 

3 

7 

7 

Observou-se que a espécie A. cunha apresenta cariótipo assimétrico com fórmula 

cariotípica 2m+1sm+1st+4T-sat (dois pares cromossômicos metacêntricos; um par 

cromossômico submetacêntricos; um par cromossômico subtelocêntricos e quatro pares 

cromossômicos telocêntricos) (Tabela 8). Os oito pares cromossômicos identificados 

foram classificados em três grupos cromossômicos conforme o tamanho (Tabela 4). 

5 

3 

D 

5 

2 

8 

6 

8 

7 

6 

4 

4 

2 

1 

5 

7 

3 

37

Um grupo formado por dois pares relativamente grandes (pares 1 e 2) sendo o 

par 1 metacêntrico e o par 2 subtelocêntrico; um segundo grupo formado por três pares 

medianos todos telocêntricos (pares 3, 4 e 5); e por ultimo, um grupo de três pares 

cromossômicos relativamente pequenos (pares 6, 7 e 8) sendo o par 6 telocêntrico, o par 

7 metacêntrico e o par 8 submetacêntrico (Figuras 2C e 3E e Tabela 4). A espécie A. 

cunha apresenta cariótipo assimétrico com número fundamental igual a 12, ou seja, o 

complemento cromossômico da espécie possui 12 braços, excluindo-se os braços curtos 

dos telocêntricos (Tabela 4). 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 

A 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 

CMA3/DA 

DAPI/AM 

D 

FISH - pTa71 - 45S 

FISH - pScT7 - 5S 

Figura 6 – Alstroemeria cunha – Ideogramas representativos. (A) Bandamento com 

CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; (C) Sinais de hibridação in situ para 

sequências de rDNA 45S com a sonda pTa71; (D) Sinais de sequências de rDNA 5S com 

a sonda pScT7; (E) Representação do conjunto de resultados das técnicas CMA3/DA, 

DAPI/AMD e hibridação in situ para rDNA 45S e 5S. 

E 

B 

D 

38

Tabela 4 - Alstroemeria cunha - Médias dos comprimentos totais dos pares 

cromossômicos, coeficientes de variação das médias (CV%), médias dos braços curtos, 

índices centroméricos (IC) e classificação. 

Pares 

Comprimento 

Cromossômico 

CV% Braço curto IC Classificação 

1 30,05± 4,17 13,88 14,29 ± 2,04 47,55 metacêntrico 

2 17,76 ± 1,79 10,08 3,97 ± 0,28 22,35 subtelocêntrico 

3 13,40 ± 1,83 13,66 0.0 0.0 telocêntrico 

4 11,02 ± 0,41 3,72 0.0 0.0 telocêntrico 

5 10,67 ± 1,11 10,40 0.0 0.0 telocêntrico 

6 8,85 ± 1,37 15,48 0.0 0.0 telocêntrico 

7 8,36 ± 0,38 4,54 3,87 ± 0,38 46,29 metacêntrico 

8 8,06 ± 0,58 7,19 2,46 ± 0,47 30,52 submetacêntrico 

4.2. Alstroemeria inodora 


As análises dos cromossomos não corados em microscopia de fase (Figura 7A) e 

após o emprego da solução Giemsa (Figura 7B) apresentaram coloração homogênea 

sem ocorrência de regiões diferenciadas nos cromossomos exceto as centroméricas e 

indicaram que a espécie A. inodora possui número cromossômico diplóide, 2n = 2x = 

16 (Figura 7C). 

O complemento desta espécie apresenta pares de cromossomos com morfologia 

distinta e conforme localização do centrômero tem-se os pares 1 e 7 metacêntricos, o 

par 8 submetacêntrico, o par 2 subtelocêntrico, e os pares 3, 4, 5 e 6 telocêntricos 

(Tabela 5 e Figura 7C). Nos pares de cromossomos telocêntricos 3, 4, 5 e 6, observados 

com Giemsa e em contraste de fase foi registrada a presença de microssatélites nos 

braço curtos (Figuras 7A e 7C). 


Os cromossomos da espécie A. inodora bandados com fluorocromo CMA3/DA, 

apresentaram bandas fluorescentes localizadas na região centromérica dos quatro pares 

de cromossomos telocêntricos, os pares 3, 4, 5 e 6 (Figuras 8A, 9A e 9E). Nos demais 

pares cromossômicos 1, 2, 7 e 8 bandas fluorescentes de CMA3/DA não foram 

39

observadas. Os resultados com bandamento CMA3/DA, aqui apresentados para a 

espécie A. inodora são inéditos. 

A B 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

Figura 7 – Cromossomos somáticos de Alstroemeria inodora. (A) imagem em 

microscopia de fase; (B) Coloração com Giemsa; (C) Cariograma. Barra = 10μm. 


O bandamento com a utilização do fluorocromo DAPI/AMD aplicado nas 

preparações citológicas de A. inodora, resultou em bandas positivas em todos os 

cromossomos, sendo o presente trabalho, o primeiro a apresentar resultados de 

bandamento com DAPI/AMD em A. inodora (Figura 8B). 

Os pares cromossômicos 1 e 8 caracterizam-se por apresentarem duas bandas, 

uma delas localizada no centrômero e a outra em um dos braços, na região intercalar no 

par 1 e na região terminal do braço longo no par 8. O par cromossômico 2 destacou-se 

40

por apresentar uma única banda em cada um dos braços e uma banda na região do 

centrômero (Figuras 8B, 9B e 9E). 

Os pares cromossômicos 3, 4 e 6 também apresentaram uma única banda no 

braço longo, sendo que nos dois primeiros pares a banda se localiza na região intercalar 

e no par 6 a banda foi terminal (Figuras 8B, 9B e 9C). 

O par telocêntrico 5 destacou-se dos demais telocêntricos por apresentar três 

bandas distribuídas no braço longo. O par metacêntrico 7 caracterizou-se por apresentar 

uma única banda na posição centromérica (Figuras 8B, 9B e 9C). 


A hibridação in situ (FISH) com a sonda pTa71 (rDNA 45S), inédita para a 

espécie A. inodora, permitiu a identificação de doze sítios de rDNA localizados em 

cinco pares cromossômicos (Figura 8C). 

No par cromossômico metacêntrico 1 verificam-se dois sinais de hibridação 

localizados na região terminal dos dois braços. Um destes sinais, extremamente 

pequeno e de difícil visualização, é polimórfico, pois foi observado em apenas um 

cromossomo do par homólogo (Figuras 8C – seta, 9C, 9E e 16B). Nos pares 3, 5, 6 e 7 

os sinais de hibridação localizam-se na região centromérica. Os sinais dos pares 3 e 6 

são relativamente grandes quando comparados ao sinal de hibridação dos pares 

cromossômico 5 e 7, sendo o sinal do par 5 quase imperceptíveis (Figuras 8C – cabeça 

de seta, 9C e 9E). 

A hibridação com a sonda pScT7 de rDNA 5S, também realizada pela primeira 

vez na espécie A. inodora, resultou na visualização de oito sítios localizados em quatro 

pares cromossômicos (Figura 8D). 

No par cromossômico metacêntrico 1 foi observado um único sítio de rDNA 5S 

localizado terminalmente em um dos braços (Figuras 8D, 9D e 9E). Os pares 

cromossômicos 2, 3 e 5 caracterizam-se por apresentarem um sinal de rDNA 5S 

exatamente no centrômero. Os sinais de hibridação dos pares metacêntrico 1, e 

subtelocêntrico 2 são relativamente pequenos e de difícil visualização (Figuras 8D, 9D e 

9E). Nos pares cromossômicos 3 e 5, os sítios de hibridação também localizados no 

centrômero apresentam-se de forma heteromórfica, ou seja, e um dos cromossomos do 

par, apresenta a região de rDNA 5S maior que a do homólogo correspondente (Figuras 

8D – seta, 9D, 9E e 16B). 

41

A B 

C 3 

4 

1 

6 

1 

Figura 8 – Cromossomos somáticos de Alstroemeria inodora. (A) Bandamento com 





4 

8 

7 

6 

7 

2 8 

5 

5 

2 

O bandamento com nitrato de prata para a espécie A. inodora, permitiu a 

visualização de um número máximo de seis bandas. As bandas localizam-se nos braços 

curtos de três pares de cromossomos telocêntricos (Figuras 18C) havendo coincidência 

com os sítios de rDNA 45S (Figura 9C) para estes cromossomos. Este tipo de 

bandamento foi realizado pela primeira vez no presente trabalho para A. inodora. 

3 

D 

1 

8 

5 

3 

8 

7 

3 

6 

5 

1 

3 

7 

1 

4 

8 

4 

2 2 

8 

2 

5 

2 

1 

5 

4 

6 

3 

6 

7 

6 

7 

4 

42

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 


As medidas dos cromossomos da espécie A. inodora, realizadas em células 

submetidas às diferentes técnicas de coloração, variou de 8,89 ± 1,12 µm a 29,85 ± 4,76 

µm (Tabela 4). Todos os pares cromossômicos apresentaram coeficiente de variação 

menor que 20%. O comprimento total da cromatina (CTC) para esta espécie foi de 

220,97 ± 28,64 µm e o índice de assimetria TF% de 22,48% (Tabela 8). 

A 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 


DAPI/AMD 



Figura 9 - Alstroemeria inodora – Ideogramas representativos. (A) Bandamento com 

CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; (C) Sinais de hibridação in situ para 

sequências de rDNA 45S com a sonda pTa71; (D) Sinais de sequências de rDNA 5S 

com a sonda pScT7; (E) Representação do conjunto de resultados das técnicas 

CMA3/DA, DAPI/AMD e hibridação in situ para rDNA 45S e 5S. 

E 

B 

D 

43

Observou-se que a espécie A. inodora apresenta cariótipo assimétrico com 

fórmula cariotípica 2m+1sm+1st+4T-sat (dois pares cromossômicos metacêntricos; um 

par cromossômico submetacêntrico; um par cromossômico subtelocêntrico e quatro 

pares cromossômicos telocêntricos) (Tabela 5). 

Baseado no comprimento cromossômico, os oito pares de cromossomos do 

complemento da espécie A. inodora formam três grupos: um grupo com dois pares 

relativamente grandes (pares 1 e 2), sendo o par 1 metacêntrico e o par 2 

subtelocêntrico; um segundo grupo formado por três pares medianos telocêntricos 

(pares 3, 4 e 5) e um terceiro grupo formado por três pares cromossômicos pequenos 

(pares 6, 7 e 8) sendo o par 6 telocêntrico, o par 7 metacêntrico e o par 8 

submetacêntrico (Tabela 5). O número fundamental do conjunto cromossômico é igual a 

12, ou seja, o complemento cromossômico de A. inodora apresenta um total de 12 

braços (Tabela 8). 

Tabela 5 - Alstroemeria inodora - Médias dos comprimentos totais dos pares 



Pares 

Comprimento 

Cromossômico 


1 29,85 ± 4,76 15,94 14,00 ± 2,20 46,90 metacêntrico 

2 17,56 ± 2,08 11,85 3,96 ± 0,43 22,55 Subtelocêntrico 

3 13,05 ± 1,88 14,41 0.0 0.0 telocêntrico 

4 11,51 ± 2,20 19,10 0.0 0.0 telocêntrico 

5 10,24 ± 1,61 15,72 0.0 0.0 telocêntrico 

6 9,85 ± 1,64 16,65 0.0 0.0 telocêntrico 

7 9,55 ± 1,45 15,18 4,24 ± 0,69 44,40 metacêntrico 

8 8,89 ± 1,12 12,60 2,64 ± 0,28 29,70 Submetacêntrico 

4.3. Alstroemeria longistaminea 


Os cromossomos não corados analisados em microscopia de fase (Figura 10A) e 

os corados com o emprego da solução Giemsa (Figura 10B) apresentaram-se com 

aspecto homogêneo, ou seja, sem a ocorrência de regiões diferenciadas ao longo do 

44

comprimento cromossômico exceto a região centromérica. Os diferentes pares 

cromossômicos apresentam morfologia distinta quanto ao comprimento e posição 

centromérica (Figuras 10A e 10B). Dessas análises constatou-se também que a espécie 

A. longistaminea apresentou número cromossômico diplóide, 2n = 2x = 16 (Figura 

10C). 

O complemento dessa espécie é igualmente formado por 8 pares de 

cromossomos sendo os pares 1 e 7 metacêntricos, o par 8 submetacêntrico, o par 2 

subtelocêntrico e os pares 3, 4, 5 e 6 telocêntricos (Tabela 6). No complemento desta 

espécie, também foram observados microssatélites nos braços curtos dos pares 

cromossômicos 3, 4, 5 e 6 (Figuras 10A, 10B e10C). 

A B 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

Figura 10 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria longistaminea. (A) microscopia de 

fase; (B) Coloração com Giemsa; (C) Cariograma. Barra = 10μm. 

45


Nas preparações citológicas de A. longistaminea submetidas ao bandamento com 

cromomicina CMA3/DA foi observado um total de quatro bandas fluorescentes em dois 

pares cromossômicos (Figura 11A). Resultados do bandamento CMA3/DA para a 

espécie A. longistaminea também são inéditos e estão apresentados pela primeira vez no 

presente trabalho. 

A ocorrência de uma única banda na região centromérica dos pares 

cromossômicos 3 e 5 caracterizou o conjunto cromossômico da espécie A. 

longistaminea pelo bandamento com CMA3/DA (Figuras 11A – setas, 12A e 12E). Nos 

demais pares cromossômicos 1, 2, 4, 6, 7 e 8 não foram identificadas bandas CMA3/DA. 


As análises das preparações citológicas de A. longistaminea bandadas com 

DAPI/AMD, revelaram um total de vinte e oito bandas distribuídas nos oito pares do 

complemento cromossômico (Figura 11B). 

Os pares cromossômicos 1, 2, 7 e 8 são caracterizados por bandas DAPI/AMD 

situadas na região centromérica, sendo que o par 8 possui ainda, uma segunda banda 

terminal no braço longo. Os pares telocêntricos 3, 4, 5 e 6 apresentam número variado 

de bandas DAPI/AMD, sendo em número de três, três, uma e duas bandas 

respectivamente no braço longo. O terceiro par telocêntrico se destaca por apresentar a 

maior banda, quando comparado com os demais pares telocêntricos (Figuras 11B, 12B e 

12E). O padrão de bandamento com DAPI/AMD para a espécie A. longistaminea 

também é inédito. 


A aplicação da técnica de hibridação in situ com sonda pTa71 nos cromossomos 

de A. longistaminea revelou oito sítios de hibridação distribuídos em quatro pares 

cromossômicos (Figura 11C). 

Somente os cromossomos telocêntricos do complemento, os pares 3, 4, 5 e 6, 

apresentaram sinais de hibridação referente ao rDNA 45S localizados todos no 

centrômero. O par cromossômico 6 apresentou uma heteromorfia referente ao tamanho 

do sinal de hibridação, sendo um deles quase imperceptível quando comparando com o 

sinal do cromossomo homólogo (Figuras 11C – seta, 12C, 12E e 16C). 

46

A hibridação com a sonda pScT7 resultou na visualização de dois sítios de 

hibridação no par telocêntrico 4 que estão localizados na região do centrômero (Figuras 

11D, 12D e 12E). Os pares cromossômicos 1, 2, 7 e 8 não apresentaram sinais de 

hibridação correspondentes a nenhuma das sondas de rDNA, tanto 45S ou 5S. Os 

resultados de FISH com as sondas das sequências de rDNA 45S e 5S para a espécie A. 

longistaminea são apresentados pela primeira vez no presente trabalho. 

A B 

C 

6 

5 

3 

6 

Figura 11 – Cromossomos somáticos de Alstroemeria longistaminea. (A) Bandamento 

com CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; (C) Sinais de hibridação in situ 




2 

3 

2 

4 

5 

7 

8 

8 

1 

4 

1 

7 

Nas preparações citológicas de A. longistaminea submetidas ao bandamento com 

nitrato de prata, foi observado, um total de quatro bandas localizadas nos braços curtos 

4 

D 

2 

1 

1 

8 

5 

4 

7 

6 

7 

5 

6 

8 

3 

3 

2 

47

de dois pares cromossômicos telocêntricos (Figura 18A). As bandas de prata coincidem 

com sítio de rDNA 45S (Figura 12C). Estes dados de AgNOR para esta espécie são 

inéditos. 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 

A 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 





Figura 12 - Alstroemeria longistaminea – Ideogramas representativos. (A) 

Bandamento com CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; (C) Sinais de 

hibridação in situ para sequências de rDNA 45S com a sonda pTa71; (D) Sinais de 

sequências de rDNA 5S com a sonda pScT7; (E) Representação do conjunto de 

resultados das técnicas CMA3/DA, DAPI/AMD e hibridação in situ para rDNA 45S 

e 5S. 

E 

B 

D 

48


A medida dos comprimentos dos cromossomos de A. longistaminea variou de 

9,38 ± 0,27 µm a 33,38 ± 3,44 µm e o coeficiente de variação para todos os pares 

cromossômicos foi menor que 20% (Tabela 6). O comprimento total da cromatina 

(CTC) medido para a espécie foi de 240,13 ± 26,87 µm e o índice de assimetria TF% de 

22,66% (Tabela 8). 

Observou-se que a espécie A. longistaminea apresenta cariótipo assimétrico com 

fórmula cariotípica 2m+1st+1sb+4T-sat, ou seja, dois pares cromossômicos 

metacêntricos; um par cromossômico submetacêntrico; um par cromossômico 

subtelocêntrico e quatro pares cromossômicos telocêntricos (Tabela 6). 

Em relação ao tamanho dos cromossomos, os oito pares cromossômicos do 

complemento da espécie A. longistaminea formaram três grupos: a) um grupo composto 

por dois pares cromossômicos relativamente grandes (pares 1 e 2) sendo o par 1 

metacêntrico e o par 2 subtelocêntrico; b) um segundo grupo formado por três pares 

cromossômicos medianos (pares 3, 4 e 5) todos telocêntricos e por último, c) um grupo 

formado por três pares cromossômicos pequenos (pares 6, 7 e 8) sendo o par 6 

telocêntrico, o par 7 metacêntrico e o par 8 submetacêntrico (Tabela 6). O número 

fundamental do complemento cromossômico é igual a 12, ou seja, o complemento 

cromossômico apresenta um total de 12 braços (Tabela 8). 

Tabela 6 - Alstroemeria longistaminea - Médias dos comprimentos totais dos pares 



Pares Comprimento 

Cromossômico 


1 33,38 ± 3,44 10,31 15,32 ± 2,52 45,89 metacêntrico 


3 14,22 ± 1,54 10,83 0.0 0.0 telocêntrico 

4 12,51 ± 1,10 8,79 0.0 0.0 telocêntrico 

5 11,81 ± 0,43 3,64 0.0 0.0 telocêntrico 

6 9,94 ± 1,05 10,56 0.0 0.0 telocêntrico 

7 9,74 ± 0,68 6,98 4,57 ± 0,41 46,92 metacêntrico 


49

4.4. Alstroemeria psittacina 


Os cromossomos analisados em microscopia de fase (Figura 13A) e os corados 

com Giemsa (Figura 13B) apresentam-se, à semelhança dos resultados apresentados 

para as demais espécies, com aspecto homogêneo, sem a ocorrência de regiões 

diferenciadas ao longo do comprimento dos cromossomos exceto a região centromérica 

(Figuras 13A e 13B). Constata-se também que a espécie A. psittacina apresenta número 

cromossômico diplóide, 2n = 2x = 16 cromossomos (Figura 13C). 

Baseado na posição centromérica os pares cromossômicos 1 e 7 são 

metacêntricos, o par 8 em submetacêntrico, o par 2 subtelocêntrico, e os pares 3, 4, 5 e 6 

são telocêntricos (Figura 13C e Tabela 7). No conjunto cromossômico dessa espécie 

foram observados microssatélites localizados nos braços curtos dos quatro pares 

cromossômico telocêntrico, ou seja, nos pares 3, 4, 5 e 6 (Figuras 13B e 13C). 


Nas análises dos cromossomos da espécie A. psittacina com a técnica de 

coloração fluorescente CMA3/DA, observaram-se bandas fluorescentes localizadas no 

centrômero de dois pares cromossômicos telocêntricos 4 e 5 (Figuras 14A– seta, 15A e 

15E). Os demais cromossomos do complemento desta espécie, os pares 1, 2, 6, 7 e 8, 

não apresentam bandas CMA3/DA positivas. Estes dados são também inéditos para a 

espécie A. psittacina. 


As análises dos complementos cromossômicos da espécie A. psittacina com 

DAPI/AMD, apresentou um total de vinte e seis bandas distribuídas entre os oito pares 

cromossômicos (Figura 14B). 

O par cromossômico 1 se caracteriza por apresentar três bandas DAPI/AMD 

uma localizada no centrômero e as outras duas em cada um dos braços. Os pares 2 e 8 

se caracterizam por apresentarem bandas localizadas no centrômero e uma banda 

adicional no braço menor no par 2, e no braço maior no par 8 (Figuras 14B, 15B e 15E). 

Os pares de cromossomos telocêntricos 3, 4 e 6 são identificados por 

apresentarem uma única banda de DAPI/AMD bastante evidente se comparado as 

bandas dos demais cromossomos do complemento, diferenciando-se do par telocêntrico 

5 que apresenta duas bandas localizadas em posição intercalar, uma mais proximal e 

50

outra mais distal, no mesmo braço longo. O par 7 destaca-se por apresentar uma única 

banda situada no centrômero (Figuras 14B, 15B e 15E). O padrão de DAPI/AMD aqui 

descrito para a espécie A. psittacina estão sendo publicados pela primeira vez no 

presente trabalho. 

A B 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

Figura 13 – Cromossomos somáticos de Alstroemeria psittacina. (A) Imagens em 

microscopia de fase; (B) coloração com Giemsa; (C) Cariograma. Barra = 10μm. 


A aplicação da técnica de hibridação in situ utilizando-se a sonda pTa71 nos 

cromossomos da espécie A. psittacina, revelou um total de oito sítios distribuídos em 

quatro pares cromossômicos telocêntricos 3, 4, 5 e 6 os quais se localizam na região 

centromérica (Figuras 14C, 15C e 15E). A diferença entre eles resume-se ao tamanho 

relativo dos diferentes sinais. Os sítios de hibridação dos pares cromossômico 3 e 6 são 

51

pequenos, se comparados aos sítios dos demais pares telocêntricos, sendo o sinal do par 

6 quase imperceptível (Figuras 14C – seta, 15C e 15E). 

Na hibridação in situ com a sonda pScT7, observaram-se apenas dois sítios de 

hibridação no par cromossômico 3, localizados nas regiões centroméricas (Figuras 14D, 

15D e 15E). Os pares cromossômicos 1, 2, 7 e 8 do complemento não apresentam sítios 

de hibridação para as duas sondas testadas. Estes dados de FISH para ambas as sondas 

são inéditos para esta espécie. 

A 

C 

2 

2 

1 

7 

Figura 14 - Cromossomos somáticos de Alstroemeria psittacina. (A) Bandamento com 


fluorescente (vermelho) com sonda de rDNA 45S - pTa71; (D) Sinais de hibridação in 

situ fluorescente (verde) com sonda de rDNA 5S - pScT7. Barra = 10μm. 


7 

6 

5 

1 

8 

3 

6 

8 

4 

4 

3 

5 

Com relação ao bandamento com nitrato de prata, a espécies A. psittacina 

apresentou seis bandas localizadas nos braços curtos de três pares cromossômicos 

telocêntricos (Figura 18B). As bandas de prata coincidem com os sítios de rDNA 45S 

B 

3 

D 

5 

5 

4 

8 

4 

8 

7 

7 

6 

6 

1 

1 

3 

2 

2 

52

(Figura 15C). Estes resultados de bandamento NOR na espécie A. psittacina são 

apresentados pela primeira vez no presente trabalho. 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 


A 

C 

1 2 3 4 5 6 7 8 

1 2 3 4 5 6 7 8 





Figura 15 - Alstroemeria psittacina – Ideogramas representativos. (A) Bandamento 

com CMA3/DA; (B) Bandamento com DAPI/AMD; (C) Sinais de hibridação in situ 

para sequências de rDNA 45S com a sonda pTa71; (D) Sinais de sequências de 

rDNA 5S com a sonda pScT7; (E) Representação do conjunto de resultados das 

técnicas CMA3/DA, DAPI/AMD e hibridação in situ para rDNA 45S e 5S. 

As medidas obtidas para os comprimentos totais dos cromossomos da espécie A. 

psittacina variaram de 8,98 ± 0,23 µm a 28,45 ± 0,60 µm e todos os pares apresentaram 

um coeficiente de variação menor que 20% (Tabela 7). O comprimento total da 

E 

B 

D 

53

cromatina (CTC) para esta espécie foi de 218,75 ± 22,34 µm e o índice de assimetria 

TF% de 22,45% (Tabela 8). 

Observou-se que a espécie A. psittacina apresenta cariótipo assimétrico com 

fórmula cariotípica 2m+1st+1sb+4T-sat (dois pares cromossômicos metacêntricos; um 

par submetacêntrico; um par subtelocêntrico e quatro pares telocêntricos, (Tabela 7). 

Em relação ao tamanho, os cromossomos de A. psittacina foram divididos em 

três grupos: a) um grupo formado por dois pares relativamente grandes (1 e 2) sendo o 

par 1 metacêntrico e o par 2 subtelocêntrico; b) um segundo grupo formado por três 

pares medianos (3, 4 e 5) todos telocêntricos; e por último c) um grupo formado por três 

pares relativamente pequenos (pares 6, 7 e 8), sendo o par 6 telocêntrico, o 7 

metacêntrico e o par 8 submetacêntrico (Figuras 13C e 14E); tabela 7. O numero 

fundamental do complemento cromossômico desta espécie também corresponde a um 

total de 12 braços (Tabela 8). 

Tabela 7 - Alstroemeria psittacina - Médias dos comprimentos totais dos pares 



Pares 

Comprimento 

Cromossômico 


1 28,45 ± 0,60 2,11 13,60 ± 2,00 47,8 metacêntrico 


3 13,05 ± 0,30 2,30 0.0 0.0 telocêntrico 

4 11,06 ± 1,65 14,92 0.0 0.0 telocêntrico 

5 10,78 ± 1,39 12,89 0.0 0.0 telocêntrico 

6 9,97 ± 1,72 17,25 0.0 0.0 telocêntrico 

7 9,80 ± 0,52 5,31 4,66 ± 0,49 47,55 metacêntrico 


54

Tabela 8 - Relação das espécies estudadas do gênero Alstroemeria. Número 

cromossômico (2n), variação de tamanho dos cromossomos, comprimento total da 

cromatina (CTC), índice de assimetria TF%, fórmula cariotípica (m = metacêntrico; sm 

= submetacêntrico; st = subtelocêntrico e T = telocêntrico) e número fundamental. 

Espécies 2n 

A. cunha 

Variação de 

tamanho (µm) 

CTC (µm) TF% 

16 8,06 - 30,05 216,41 ± 15,82 22,40 

A. inodora 16 8,89 - 29,85 220,97 ± 28,64 22,48 

A. longistaminea 16 9,38 - 33,38 240,13 ± 26,87 22,66 

A. psittacina 16 8,98 - 28,45 218,75 ± 22,34 22,45 

1 2 3 4 5 6 7 

1 2 3 4 5 6 7 8 

A 

8 

C 

Fórmula 

cariotípica 

2m + 1sm + 

1st + 4T-sat 

2m + 1sm + 

1st + 4T-sat 

2m + 1sm + 

1st + 4T-sat 

2m + 1sm + 

1st + 4T-sat 

1 2 3 4 5 6 7 8 



Número 

fundamental 

Figura 16- Alstroemeria - ideogramas indicativos dos pares de cromossomos que 

apresentam polimorfia para sítios de hibridação das sequências de rDNA. (A) A. 

cunha - 45S; (B) A. inodora - 45S e 5S; (C) A. longistaminea - 45S. 

B 

12 

12 

12 

12 

55

A B 

Figura 17 - Cromossomos somáticos de A. cunha com a técnica de impregnação com 

prata (AgNOR). Barra = 10µm. 

56

A 

C 

Figura 18 - Cromossomos somáticos com a técnica de impregnação com prata 

(AgNOR). (A) A. longistaminea; (B) A. psittacina; (C) A. inodora. Barra = 10µm. 

B 

57

5 DISCUSSÂO 

O número cromossômico diplóide de 2n = 2x = 16 para as espécies, A. cunha, A. 

inodora, A. longistaminea e A. psittacina constatado neste trabalho, corrobora os dados 

de número cromossômico, registrados na literatura, para as espécies A. inodora 

(BUITENDIJK & RAMANA, 1996; BUITENDIJK et al., 1997; KUIPERS et al., 1997; 

KAMSTRA et al., 1999), e A. psittacina (TSUCHIYA & HANG, 1987; TSUCHIYA & 

HANG, 1989; HUNZIKER & XIFREDA, 1990; BUITENDIJK & RAMANA, 1996; 

BUITENDIJK et al., 1997; SANSO & HUNZIKER, 1998). 

Para as espécies A. cunha e A. longistaminea não existem relatos de número 

cromossômico, sendo assim, a contagem cromossômica para essas espécies é inédita, e 

está sendo registrado pela primeira vez no presente trabalho. 

De modo geral, o número de cromossomos 2n = 2x = 16 é constante para o 

gênero Alstroemeria não tendo sido relatadas variações de números cromossômicos 

para as espécies conhecidas até o momento. Para as espécies chilenas e argentinas foi 

registrado igualmente 2n = 2x = 16 (TSUCHIYA et al., 1987; KUIPERS et al., 1997; 

BUITENDIJK et al., 1998; SANSO & HUNZIKER, 1998; ISHIKAWA et al., 1999; 

ISHIKAWA & ISHIZAKA, 2002; SANSO, 2002; BAEZA et al., 2006; BAEZA et al., 

2007) com exceção de poliplóides resultantes de duplicação cromossômica induzida 

(LU & BRIDGEN, 1997; ISHIKAWA et al., 1999; LIN et al., 2000) ou da formação de 

híbridos interespecíficos sintéticos (BUITENDIJK et al., 1995; DE JEU & JACOBSEN, 

1995; ISHIKAWA et al., 1997) ou híbridos ao acaso (TSUCHIYA & HANG, 1987, 

HANG & TSUCHIYA, 1988). 

Os complementos cromossômicos das quatro espécies aqui estudadas, A. cunha, 

A. inodora, A. longistaminea e A. psittacina apresentaram a mesma fórmula cariotípica 

2m + 1sm + 1st + 4T-sat (Figuras 4A, 4B, 4C, 7A, 7B, 7C, 10A, 10B, 10C, 13A, 13B e 

13C e Tabelas 4, 5, 6, 7 e 8) concordando com a fórmula cariotípica descrita para a 

espécie argentina A. psittacina (SANSO & HUNZIKER, 1998) e para as espécies 

brasileiras A. inodora e A. psittacina (BUITENDIJK & RAMANA, 1996). Embora as 

quatro espécies aqui analisadas tenham apresentado igual fórmula cariotípica, esta 

característica não é comum para as espécies do gênero. Diferentemente do número 

cromossômico, algumas espécies do gênero Alstroemeria apresentam diversidade na 

fórmula cariotípica sendo que para a espécie argentina A. pygmaea SANSO (2002) 

determinou 2m + 1sm + 1 sm-st + 4t. No caso de A. pygmaea a diferença está presente 

58

num par classificado como sendo submetacêntrico-subtelocêntrico (sm-st) e em dois 

pares considerados metacêntricos perfeitos (2M). A variação da fórmula cariotípica foi 

também constatada em cinco espécies chilenas, e inclusive em diferentes acessos dessas 

espécies, por BAEZA et al. (2007); A. aurea, A. hookeri e A. pelegrina apresentaram 

formula 3m + 1sm + 4t; A. ligtu a fórmula 4m + 1sm + 3t e um único acesso de A. 

hookeri apresentou 2m + 2sm + 2st + 2t, diferente da formula padrão determinada para 

esta espécie. 

Em todos os pares de cromossomos telocêntricos dos complementos das 

espécies analisadas neste trabalho, A. cunha, A. inodora, A. longistaminea e A. 

psittacina foram observados microssatélites localizados no braço menor desses 

cromossomos, visíveis principalmente nas observações em microscopia de fase e CMA3 

(Figuras 4C, 5A, 7C, 8A, 10C, 11A, 13C e 14A). A presença de microssatélites parece 

ser também uma característica comum, principalmente nos pares de telocêntricos dos 

complementos cromossômicos das espécies do gênero Alstroemeria, pois diversos 

autores descrevem essa característica cromossômica, observada através da aplicação de 

diferentes técnicas. Com a aplicação da técnica de bandamento-C foi registrada a 

presença de microssatélites também para as espécies A. inodora e A. psittacina por 

BUITENDIJK & RAMANA (1996) estando estes igualmente localizadas nos braços 

curtos dos quatro pares cromossômicos telocêntricos. Semelhantes resultados foram 

obtidos por SANSO & HUNZIKER (1998) que identificaram para a espécie A. 

psittacina, microssatélites presentes nos braços curtos dos pares telocêntricos 3, 4 e 6 e 

uma constrição secundária no braço longo do par cromossômico 2. Para a espécie A. 

pygmaea, SANSO (2002), identificou microssatélites também nos pares telocêntricos 3, 

5 e 6. Com a aplicação da técnica de bandamento com DAPI (BAEZA et al. 2006) e da 

técnica de hibridização in situ, (BAEZA et al. 2007), também foram identificados 

microssatélites localizados nas regiões terminais dos braços cromossômicos de 

cromossomos metacêntricos e submetacêntricos e acima da região do centroméricas dos 

cromossomos telocêntricos para algumas espécies chilenas de Alstroemeria. 

Assim a elaboração do cariótipo padrão para cada uma das espécies, A. cunha, A. 

inodora, A. longistaminea e A. psittacina, mediante análises de cromossomos corados 

com corantes convencionais como Giemsa ou analisados simplesmente em microscopia 

de fase, não foram suficientes para a caracterização cromossômica intraespecífica ou a 

discriminação dessas espécies, já que as mesmas apresentaram fórmulas cariotípicas 

idênticas. No entanto a aplicação das técnicas de bandamento DAPI e CMA3 permitiu a 

59

diferenciação longitudinal dos cromossomos de cada um dos complementos, devido aos 

padrões específicos de bandas obtidos, e consequentemente uma melhor caracterização 

das espécies. 

Apesar de ser uma técnica que tem sido bastante utilizada em diversas espécies 

vegetais para a caracterização de regiões heterocromáticas ricas em bases GC tais como 

Citrus (GUERRA, 1993), Hypochaeris (CERBAH et al., 1998), Clivia (RAN et al., 

1999), Pinus densiflora (HIZUME et al., 2001), Crinum (AHMED, 2004) e Selaginella 

(MARCON et al., 2005), a técnica de bandamento com o fluorocromo CMA3/DA foi 

pela primeira vez aplicada em cromossomos de espécies do gênero Alstroemeria 

durante este trabalho. 

Todas as espécies de Alstroemeria aqui estudadas apresentaram nos seus 

complementos, cromossomos com bandas fluorescentes CMA3/DA + . Comparando-se 

os resultados para CMA3/DA + entre as espécies A. cunha e A. inodora, verifica-se que 

apesar de apresentarem em comum bandas de CMA3/DA em todos os quatro pares 

telocêntricos, a diferenciação entre estas espécies pode ser feita através das diferenças 

observadas no tamanho relativo das bandas. A espécie A. cunha apresentou bandas 

menores do que as bandas de A. inodora, sendo que em algumas células, estas são quase 

imperceptíveis (Figuras 5A, 6A, 6E, 8A, 9A e 9E). Para as espécies A. longistaminea e 

A. psittacina, o bandamento foi positivo para apenas dois pares telocêntricos do 

complemento dessas espécies. Apesar de apresentarem bandas em pares telocêntricos 

distintos, o fato dos mesmos possuírem comprimentos cromossômicos aproximados, 

dificulta uma diferenciação entre as duas espécies. Portanto o uso da técnica de CMA3 

isoladamente não permitiu uma diferenciação entre estas duas ultimas espécies. (Figuras 

11A, 12A, 12E, 14A, 15A e 15E). 

Alguns autores relataram a existência de correspondência entre as regiões 

evidenciadas pelo bandamento CMA + com regiões que apresentam sinais positivos de 

hibridações in situ com sequências de rDNA 45S, (CERBAH et al., 1998; FORNI- 

MARTINS & GUERRA, 1999; RAN et al., 1999; SILJAK-YAKOVLEV et al., 2003; 

MARCON et al., 2005). Nos resultados obtidos com esse fluorocromo para as espécies 

aqui estudadas, houve coincidência entre a localização da maioria das bandas 

CMA3/DA + com os sítios de rDNA 45S, exceto para o par cromossômico 4 da espécie 

A. inodora, que não apresentou sinal de rDNA45S mas apresentou banda positiva de 

CMA3/DA + (Figuras 8A, 8C, 9A e 9C). 

60

Nos cromossomos telocêntricos da espécie A. cunha as bandas CMA3/DA + se 

mostraram pouco evidentes, porém estas são coincidentes com a localização dos sítios 

de hibridação de sequências de rDNA 45S, diferentemente do que ocorreu com alguns 

cromossomos telocêntricos das demais espécies. Assim apesar do que foi citado acima 

sobre o grande número de relatos onde as bandas CMA3/DA + coincidem com sítios de 

hibridação de sequências de rDNA 45S, devido estar associadas a regiões ricas em bases 

GC, DOUDRICK et al. (1995) relataram que nem todas as regiões ricas em bandas GC 

correspondem a sítios de rDNA de 45S. Sendo assim, para a espécie de A. cunha, são 

necessários mais estudos para se poder confirmar a presença destas regiões 

diferenciadas pelo fluorocromo CMA3/DA. 

A coloração com o fluorocromo DAPI/AMD, também revelou bandas positivas 

para as quatro espécies. A espécie A. cunha se diferencia das demais por ser a única 

espécie a não apresentar cromossomos com bandas DAPI/AMD positivas localizadas na 

região do centrômero. Contrariamente, as espécies A. inodora, A. longistaminea e A. 

psittacina possuem em comum, bandas DAPI/AMD positivas, localizadas nas regiões 

centroméricas dos pares cromossomos 1, 2, 7 e 8 de seus complementos (Figuras 8B, 

9B, 9E, 11B, 12B, 12E, 14B, 15B e 15E). Apesar desta característica comum entre estas 

três espécies, A. longistaminea pode ser facilmente diferenciada de A. inodora e A. 

psittacina pelo fato de apresentar bandas DAPI/AMD localizadas exclusivamente na 

região do centrômero dos pares cromossômicos 1, 2 (Figuras 8B, 9B, 9E, 11B, 12B e 

12E) ao passo que os pares correspondentes (1 e 2) nas espécies A. inodora e A. 

psittacina apresentam bandas adicionais à banda centromérica. As espécies A. inodora 

e A. psittacina se diferenciam, quanto ao bandamento DAPI, por apresentarem bandas 

de tamanho e intensidade diferente, principalmente aquelas localizadas nos braços 

longos dos telocêntricos (Figuras 8B, 9B, 9E, 14B, 15B e 15E). De modo geral, as 

bandas DAPI/AMD localizadas nos braços dos cromossomos das espécies A. cunha e A. 

psittacina são mais numerosas, (principalmente em A. cunha) e mais evidentes, quando 

comparadas com as bandas DAPI/AMD existentes nos braços cromossômicos do 

complemento das espécies A. longistaminea e A. inodora. 

Estudos com o bandamento DAPI/AMD são escassos para o gênero. Os únicos 

trabalhos realizados com aplicação desta técnica foram o de KUIPERS et al. (1998) 

onde os autores afirmaram que a espécie A. inodora possuía bandas positivas para 

DAPI, porém não fizeram qualquer descrição da localização/padrão das bandas; e o de 

BAEZA et al. (2006) no qual, apesar de constarem figuras de cromossomos com bandas 

61

DAPI visíveis, estas não foram propriamente utilizadas na diferenciação linear 

cromossômica ou ainda para caracterizar as espécies chilenas estudadas no trabalho. 

Os dados aqui obtidos para o bandamento com o fluorocromo DAPI/AMD, 

embora restritos a quatro espécies de Alstroemeria, podem ser considerados como um 

fator de diferenciação entre as mesmas e poderão servir como marcadores 

cromossômicos comparativos para novos estudos citogenéticos com diferentes espécies 

e populações visando uma possível caracterização evolutiva no gênero, ou até mesmo 

como marcadores de espécies a serem usadas em programas de melhoramento genético. 

Trabalhos envolvendo análises com a técnica de hibridação in situ para o gênero 

Alstroemeria, também são escassos na literatura e devido a isto, não existem dados de 

espécies do gênero suficientes para comparar com os resultados obtidos no presente 

estudo. 

Os resultados advindos da aplicação da técnica de hibridação in situ, 

correspondentes às sequências de rDNA 45S e 5S, quando analisados isoladamente das 

demais técnicas utilizadas neste trabalho, permitiram a diferenciação das espécies A. 

cunha e A. inodora, não sendo efetivos porém para discriminar A. longistaminea de A. 

psittacina. A espécie A. cunha é diferenciada facilmente das demais por possuir maior 

número de sítios de rDNA 45S distribuídos entre os oito pares cromossômicos de seu 

conjunto cromossômico (Figuras 5C, 6C e 6E). As espécies A. cunha e A. inodora são 

as únicas a apresentarem sítios de rDNA 45S no par cromossômico 1. Em ambas as 

espécies estes sítios de rDNA 45S do par 1 coincidem em número e na localização, além 

de serem ambos os pares polimórficos em relação a um dos dois sinais (Figuras 16A e 

16B). No entanto, estas duas espécies se diferenciam entre si não somente pelo fato da 

espécie A. cunha apresentar maior número de sítios de hibridação, relativos ao rDNA 

45S, mas pelo fato dos pares 2, 4 e 8 de A. inodora não apresentarem sítios de 

hibridação 45S (Figuras 5C, 6C, 6E, 8C, 9C e 9E). Já as espécies A. longistaminea e A. 

psittacina não podem ser diferenciadas pelos sítios de hibridação de rDNA 45S, pois 

ambas possuem igual número de sinais com mesma localização nos quatro pares 

telocêntricos (Figuras 11C, 12C, 12E, 14C, 15C e 15E). Portanto, os sítios de hibridação 

in situ, com a sonda de rDNA 45S, isoladamente não podem ser usados na diferenciação 

destas duas últimas espécies. 

Quanto aos números de sítios obtidos e relacionados às sequências de rDNA 

45S, que correspondem às regiões responsáveis pela organização do nucléolo dentro dos 

complementos das quatro espécies, verifica-se que há um número bastante variável de 

62

sítios entre elas (Figuras 5C, 8C, 11C e 14C), contrariando, de certa forma, o fato mais 

comum de que em cada complemento cromossômico diplóide, existe um par de 

cromossomos responsável pela organização nucleolar. Mesmo em condição diplóide em 

todas estas quatro espécies de Alstroemeria existem múltiplos sítios com sequências de 

rDNA 45S. 

A variação no número de sítios de rDNA entre espécies de angiospermas tem 

sido atribuído a fatores tais como: ploidia, onde as regiões de rDNA ribossômicas 

adicionais podem ter origem em plantas poliplóides pela duplicação do complemento 

cromossômico; rearranjos cromossômicos; eventos de transposição e até mesmo ao 

silenciamento de genes (MOSCONE et al., 1999). Dentre as razões acima, a observação 

relativa à ploidia, não seria a explicação plausível para a origem dos sítios adicionais de 

rDNA 45S das espécies aqui estudadas, A. cunha, A. inodora, A. longistaminea e A. 

psittacina, visto todas elas serem comprovadamente diplóides. Existem evidencias de 

que o rDNA 45S apresenta características de elemento transposição. Neste contexto 

pode-se mencionar o trabalho de KUIPERS et al. (1998) onde foi realizada hibridação 

in situ em espécies de Alstroemeria, usando-se como sonda a sequência repetitiva Ty1 

que é semelhante à retrotransposons. Essa sequência foi detectada em diversos pontos 

de hibridação em varias regiões dos diferentes cromossomos no complemento das 

espécies estudadas. Portanto uma explicação para os vários pontos de hibridação 

principalmente das sequências 45S nas espécies estudadas no presente trabalho seria a 

de que as sequências de rDNA 45S poderiam estar associadas à retrotransposons, 

apresentando assim varias cópias situadas nos cromossomos do complemento de cada 

espécie, ou estariam se comportando como tal. 

Os resultados da hibridação in situ com sequências de rDNA 5S, revelaram 

menos sinais de hibridação e em menor número de cromossomos por complemento 

comparado as sequências de rDNA 45S. As espécies A. cunha e A. inodora apresentam 

três sítios de rDNA 5S em comum, ou seja, nos mesmos pares cromossômicos, 1, 2, e 3 

e nas mesmas posições, sendo a única diferença entre os complementos, a presença de 

um quarto sinal de rDNA 5S adicional presente no par 5 da espécie A. inodora, não 

existente em A. cunha (Figuras 5D, 6D, 6E, 8D, 9D e 9E). As espécies A. psittacina e A. 

longistaminea caracterizam-se pela presença de apenas um único sinal de rDNA 5S 

localizados no centrômero dos pares cromossomos telocêntricos 3 e 4 respectivamente. 

Neste último caso, levando-se em conta o tamanho e a morfologia, destes cromossomos, 

verificou-se que ambos são muito semelhantes, e este fato impede que as duas espécies 

63

sejam diferenciadas facilmente, baseando-se apenas nestes sinais de rDNA 5S (Figuras 

11D, 12D, 12E, 14D, 15D e 15E). 

Vários pares de cromossomos das diferentes espécies aqui analisadas apresentam 

mesmo número e mesma localização de sítios de hibridação de rDNA 45S e rDNA 5S. 

Este fato impede de se fazer uma associação de sinais com uma certeza absoluta. Este 

problema poderia ser solucionado efetuando-se uma hibridação dupla, ou seja, 

simultânea com as duas sondas de rDNA. A não realização deste tipo de hibridação 

impediu de se assegurar que os sítios dos dois tipos de rDNA estejam presentes 

exatamente na mesma região cromossômica (Figuras 6E, 9E, 12E e 15E). 

Sítios de rDNA 5S presentes no centrômero dos dois telocêntricos 3 e 5 de A. 

inodora, embora considerados como não organizadores de nucléolo, apresentaram-se 

em posições que coincidem com a localização de bandas de CMA3/DA e também com 

sítios de rDNA 45S que são mais comumente associados às regiões organizadoras do 

nucléolo (Figuras 8A, 8C, 8D, 9A, 9C, 9D e 9E). Este resultado pode também ser 

considerado inusitado, pois relatos na literatura, sobre a correspondência entre sítios de 

rDNA 5S e sinais fluorescentes com CMA não são comuns, tendo sido observado 

apenas em poucas espécies, como por exemplo no gênero Hypochaeris (CERBAH, 

1998) e Lilium (SILJAK-YAKOVLEV et al., 2003). 

A ocorrência de polimorfismo foi constatada para o tamanho dos sinais dos 

sítios de hibridação rDNA 45S e 5S e para a presença ou ausência dos mesmos em pares 

de homólogos das espécies A. cunha, A. inodora e A. longistaminea (Figura 16). 

Nas espécies A. cunha e em A. inodora o polimorfismo foi observado para o par 

cromossômico 1 onde o sinal para 45S está presente em apenas um dos cromossomos 

dos pares. A espécie A. cunha apresenta ainda um sinal no par 4 o qual se apresenta de 

tamanho diferente entre os homólogos (Figura 16A e 16B). Ainda na espécie A. 

inodora, verifica-se que os sinais de rDNA 5S nos pares 3 e 5 se apresentam de 

tamanhos diferentes (Figura 16B). Em A. longistaminea foi verificado polimorfismo de 

tamanho de sinal nas regiões 45S no par 6 (Figura 16C). A espécie A. psittacina não 

apresentou polimorfismo para o tamanho dos sinais dos sítios de hibridação rDNA 45S 

e 5S e nem para a presença ou ausência dos mesmos. 

Para as espécies chilenas A. aurea e A. hookeri, A. ligtu, A. pelegrina e A. 

presliana BAEZA et al. (2007) também detectaram polimorfismo para vários sítios de 

hibridação 5S e 45S semelhante ao tipo de polimorfismo encontrado no presente 

trabalho. Outras condições polimórficas para estas regiões de rDNA foram encontradas 

64

também em Brachyscome (HOUBEN et al., 2000), Allium (MAGGINI & CARMONA, 

1981; SCHUBERT & WOBUS, 1985), Boronia (SHAN et al., 2003) e Hypochaeris 

(RUAS et al., 2005). 

Analisando-se o comprimento total da cromatina (CTC) das quatro espécies 

verificou-se que o mesmo apresentou grande variação, de 216,41 ± 15,82 µm em A. 

cunha a 240,13 ± 26,87 µm em A. longistaminea (Tabela 8), sendo o valor desta ultima 

espécie o maior, em relação às demais, pelo fato desta espécie possuir cromossomos 

maiores (9,38 a 33,38 µm). As espécies, A. cunha, A. inodora e A. psittacina possuem 

valores de CTC próximos variando de 216,41 ± 15,82 µm a 220,97 ± 28,64 µm. Para as 

espécies A. inodora e A. psittacina o comprimento total da cromatina, obtida nesse 

trabalho, respectivamente de 220,97 ± 28,64 µm e 218,75 ± 22,34 µm, é maior do que o 

apresentado por BUITENDIJK & RAMANA (1996) para genomas haplóides das 

espécies brasileiras A. inodora (78 ± 1 µm) e A. psittacina (78 ± 3 µm). O valor aqui 

obtido para A. psittacina (218,75 ± 22,34 µm) também é maior do que o registrado por 

SANSO & HUNZIKER (1998) que foi de 183,14 ± 1,76 µm. 

Segundo KUIPERS et al. (1998) as espécies do gênero Alstroemeria possuem 

um genoma extenso, fato confirmado por BUITENDIJK et al. (1997) baseando-se no 

valor 2C de DNA que variou de 36.5 a 78.9 pg (17600-38000Mb). Com base nestas 

afirmações, acredita-se que as espécies de Alstroemeria apresentam grande quantidade 

de DNA repetitivo, sendo que as sequências repetitivas podem ser resultados de 

transposons que aumentam o DNA através da inserção de copias de sequências 

existentes no DNA de diferentes regiões do genoma. 

O índice de assimetria (TF%) para as quatro espécies estudadas (Tabela 8) 

apresentou pouca variação, de 22,40 a 22,66%, valores estes menores que 50%, o que 

comprova que os cariótipos das espécies estudadas são assimétricos, pois cariótipos 

assimétricos apresentam valores de TF% menores que 50%, enquanto cariótipos 

simétricos têm valores de TF% maiores e próximos a 50%; semelhante aos valores 

encontrados para espécies de Sapindaceae (LOMBELLO & FORNI-MARTINS, 1998), 

Fabaceae (LOMBELLO & FORNI-MARTINS, 1998), Phaseolus (MERCADO- 

RUARO & DELGADO-SALINS, 1998). 

Segundo STEBBINS (1971) cariótipos simétricos são compostos por 

cromossomos com tamanhos aproximadamente iguais e com posição centromérica 

mediana ou submediana. Já nos cariótipos assimétricos, o complemento cromossômico 

é constituído de cromossomos com centrômeros em posição mediana a subterminal ou 

65

terminal e com grandes diferenças nos comprimentos cromossômicos, formando um 

cariótipo heterogêneo. De acordo com esta definição, os complementos cromossômicos 

das espécies de Alstroemeria estudadas, também podem ser classificados como 

cariótipos assimétricos. 

Os coeficientes de variação (CV%) dão uma idéia da precisão do experimento. 

Os CVs% obtidos para as médias dos comprimentos dos pares cromossômicos das 

espécies A. cunha, A. inodora, A. longistaminea e A. psittacina variaram entre 10% a 

20% (Tabelas 4, 5, 6 e 7) estando estes dentro dos valores aceitáveis por GOMES 

(2000), o qual conceitua que experimentos com coeficientes de variação inferior a 10% 

podem ser considerados os mais precisos. No entanto, este autor considera que valores 

de CV% entre 10 % a 20% estão dentro de uma faixa de precisão aceitável. Dentre as 

quatro espécies estudas; A. cunha, A. inodora, A. longistaminea e A. psittacina, a 

espécie A. longistaminea apresentou os valores de CV% mais precisos pela variação 

inferior a 10% (Tabela 6), o que também pode ser observado para as espécies A. cunha e 

A. psittacina que apresentaram CV% inferior a 10% para a maioria dos pares 

cromossômicos (Tabelas 4 e 7). 

Os resultados obtidos com a aplicação da técnica de bandamento com prata, 

correspondem, em localização, com algumas sequências de rDNA 45S. Sendo essas 

regiões responsáveis pela organização nucleolar, o bandamento com prata revelou os 

sítios de rDNA que estiveram ativos na ultima divisão celular. Apesar das espécies 

apresentarem mais de um par de sítios responsáveis pela organização do nucléolo, nem 

todos os sítios de rDNA 45S mostraram-se ativos. 

Para as espécies A. inodora, A. longistaminea e A. psittacina a técnica de 

bandamento com prata revelou bandas-NOR localizadas na região terminal de alguns 

cromossomos telocêntricos (Figuras 18A, 18B e 18C), sendo que para a espécie A. 

inodora, as regiões NOR coincidem em número com os sítios de rDNA 45S. 

Embora tenham sido realizadas diversas aplicações desta técnica nos 

cromossomos da espécie A. cunha, não foi possível determinar o número e as 

localizações exatas das bandas correspondentes à impregnação com a prata, mas pôde 

ser constatado que a espécie A. cunha apresenta múltiplos sítios ativos responsáveis pela 

organização do nucléolo o que coincide com a detecção dos múltiplos sítios de rDNA 

45S distribuídos no seu complemento os quais se localizam em sítios cromossômicos 

não usuais como as regiões centroméricas e terminais (Figuras 17A e 17B). 

66

Assim como CERBAH et al. (1998) que usou as técnicas de bandamento DAPI, 

CMA e hibridação in situ (rDNA 5S e 18S-5.8S-28S) para determinar a relação 

evolutiva para o gênero Hypochaeris (Asteraceae), e MARCON et al. (2005) que usou 

as técnicas de bandamento com os fluorocromos CMA com distamicina, DAPI, 

hibridação in situ (rDNA 45S) e bandamento NOR, para esclarecer a evolução do 

gênero Selaginella (Pteridophyta), entre outros exemplos, a utilização destas técnicas 

em um número maior de espécies e até mesmo em populações de Alstroemeria seria 

uma das condições para esclarecer não só a filogenia evolutiva do gênero, como 

também os peculiares eventos relacionados ao mapeamento das sequências de rDNA 

nos complementos cromossômicos das espécies estudadas. 

67

5 CONCLUSÕES 

Com base nos resultados deste estudo conclui-se: 

a) As quatro espécies A. cunha, A. inodora, A. longistaminea e A. psittacina do gênero 

Alstroemeria não podem ser diferenciadas através de cariótipos estabelecidos a partir 

da morfologia e medidas cromossômicas, pois, apesar das espécies possuírem um 

cariótipo assimétrico a fórmula cariotípica é exatamente a mesma para todas elas. 

b) As técnicas de bandamento com os fluorocromos CMA3, DAPI, FISH de rDNAs de 

sequências 45S e 5S e o bandamento com prata, possibilitaram um mapeamento 

detalhado dos cromossomos de todas as espécies analisadas permitindo a distinção 

dos diferentes complementos. 

c) A partir do mapeamento com as técnicas de bandamento com os fluorocromos CMA3 

DAPI, FISH de rDNAs de sequências 45S e 5S e o bandamento com prata é possível 

a caracterização e o reconhecimento das diferentes espécies. 

d) Os múltiplos sinais de FISH para as sequências de rDNA 45S para cada um dos 

complementos cromossômicos, comprovadamente diplóides, e múltiplos ao longo de 

um mesmo cromossomo, posicionados em regiões cromossômicas não usuais, como 

o centrômero, indicam que provavelmente esteja ocorrendo um processo semelhante 

à ação de transposons, ação esta que promove a multiplicação destas sequências 

dentro dos conjuntos cromossômicos. 

e) A fórmula cariotípica comum apresentada pelas quatro espécies estudadas A. cunha, 

A. inodora, A. longistaminea e A. psittacina indica que provavelmente a evolução das 

espécies não foi acompanhada por grandes mudanças cariotípicas. 

f) As diferenças de número e posições de sinais de FISH para a sequência de rDNA 45S 

nos complementos cromossômicos das quatro espécies, principalmente os múltiplos 

sinais da espécie A. cunha, indicam a possibilidade da evolução nestas espécies ter 

ocorrido como resultado de pequenos rearranjos cromossômicos. 

g) A partir da aplicação destas técnicas de mapeamento em um número maior de 

espécies e populações brasileiras do gênero, será possível estabelecer relações 

filogenéticas e possivelmente delinear um panorama evolutivo para este grupo. 

68

7 REFERÊNCIAS 

ADAMS, S.P.; LEITCH, I.J.; BENNETT, M.D.; CHASE, M.W.; LEITCH, A.R. 

Ribosomal DNA evolution and phylogeny in Aloe (Asphodelaceae). American Journal 

of Botany. v.87, n.11, p.1578-1583, 2000. 

AHMED, L.; BEGUM, R.; NOOR, S.S.; ZAMAN, M.A.; ALAM, S.S. Reversible 

fluorescent chromosome banding in three Crinum spp. (Amaryllidaceae). Cytologia, v. 

69, n.1, p. 69-74, 2004. 

ANDRADE, D.A.V.; ORTOLANI, F.A.; MORO, J.R.; VITTI MORO, F. Aspectos 

morfológicos de frutos e sementes e caracterização citogenética de Crotalaria 

lanceolata E. Mey. (Papilionoideae - Fabaceae). Acta Botanica Brasilica. v.22, n.3, 

p.621-625, 2008. 

APG II. An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for orders and 

families of flowering plants: APG II. Botanical Journal of the Linnean Society. 

v.141, p.399-436, 2003. 

ASSIS, M.C. Alstroemeria L. (Alstroemeriaceae) do Brasil. 2001. Tese de Dissertação 

(Doutorado) - Universidade de São Paulo, São Paulo. 2001. 

ASSIS, M.C. Novas espécies de Alstroemeria L. (Alstroemeriaceae) de Minas Gerais, 

Brasil. Revista Brasileira de Botânica, v.25, n.2, p.177-182, 2002. 

ASSIS, M.C. Duas novas espécies de Alstroemeria L. (Alstroemeriaceae) para o Brasil. 

Acta Botanica Brasilica, v.17, n.2, p.179-182, 2003. 

ASSIS, M.C. New Species of Alstroemeria (Alstroemeriaceae) from the Brazilian 

Savanas. Novon. v.14, n.1, p.17-19, 2004. 

ASSIS, M.C.; SILVA, R. M. Typifications and new name in Alstroemeria L. 

(Alstroemeriaceae). Taxon, v.53, n.1, p.182-184, 2004. 

69

ASSIS, M.C. A new species of Alstroemeria (Alstroemeriaceae) from Pará, Brasil. 

Botanical Garden Press, v.58, n.3, p.267-269, 2006. 

ASSIS, M.C. New species of Alstroemeria (Alstroemeriaceae) from Brazil. Novon, 

v.19, n.2, (no prelo), 2009. 

BAEZA, C.; SCHRADER, O. Comparative karyotype analysis in Haplopappus Cass. 

and Grindelia Willd. (Asteraceae) by double FISH with rRNA specific genes. Plant 

Systematics and Evolution. v.251, p.161-172, 2005. 

BAEZA, C.M.; SCHRADER, O.; RUIZ, E.; NEGRITTO, M. Análisis comparativo del 

cariotipo en poblaciones de Alstroemeria ligtu subsp. ligtu y A. ligtu subsp. Simsii 

(Alstroemeriaceae) de Chile. Darwiniana. v.44, n.2, p.313-318, 2006. 

BAEZA, C.; SCHRADER, O.; BUDAHN, H. Characterization of geographically 

isolated accessions in five Alstroemeria L. species (Chile) using FISH of tandem 

repeated DNA sequences and RAPD analysis. Plant Systematics and Evolution. 

v.269, p.1-14, 2007. 

BAYER, E. Die Gattung Alstroemeria in Chile. Mitteihunger der Botanischen 

Staatssammlung Munchen v.24, n.1, p.1-362. 1987. 

BUITENDIJK, J.H.; PINSONNEAUX, N.; VAN DONK, A.C.; RAMANNA, M.S.; 

VAN LARNMEREN, A.A.M. Embryo rescue by half-ovule culture for the production 

of interespecific hybrids in Alstroemeria. Scientia Horticulturae. v.64, p.65-75, 1995. 

BUITENDIJK, J.H.; RAMANNA, M.S. Giemsa C-banded karyotypes of eight species 

of Alstroemeria L. and some of their hybrids. Annals of Botany, v.78, p.449-457, 1996. 

BUITENDIJK, J.H.; BOON, E.J.; RAMANNA, M.S. Nuclear DNA content in twelve 

species of Alstroemeria L. and some of their hybrids. Annals of Botany, v.79, p.343- 

353, 1997. 

BUITENDIJK, J.H.; PETERS, A.; QUENÉ, R.J.; RAMANA, M.S. Genome size 

variation and C-band polymorphism in Alstroemeria aurea, A. ligtu and A. magnifica 

(Alstroemeriaceae). Plant Systematics and Evolution. v.212, p.87-106, 1998. 

70

CARVALHO, R.; GUERRA, M. Cytogenetics of Manihot esculenta Crantz (cassava) 

and eight related species. Hereditas. v.136, p.159-168, 2002. 

CEASA – Central de abastecimento de Campinas S.A. 

http://www.ceasacampinas.com.br/index.htm (07 fevereiro 2009). 

CERBAH, M.; COULAUD, J.; SILJAK-YAKOVLEV, S. rDNA organization and 

evolutionary relationships in the genus Hypochaeris (Asteraceae). Heredity. v.89, n.4, 

p.312-318, 1998. 

CHUNG, M.C.; LEE, Y.I.; CHENG, Y.Y.; CHOU, Y.J.; LU, C.F. Chromosomal 

polymorphism of ribosomal genes in the genus Oryza. Theoretical and Applied 

Genetics. v.116, p.745-753, 2008. 

DE JEU, M.J.; JACOBSON, E. Early postfertilization ovule culture in Alstroemeria L. 

and barriers to interespecific hybridization. Euphytica. v.86, p.15-23, 1995. 

DOUDRICK, R.L.; HESLOP-HARRISON, J.S.; NELSON, C.D.; SCHMIDT, T.; 

NANCE, W.L.; SCHWARZACHER, T. Karyotype of slash pine (Pinus elliottii var. 

ellioti) using patterns of fluorescence in situ hybridization and fluorochrome banding. 

The Journal of Heredity, v.86, p.289-296, 1995. 

DUMONTEIR, B.C.J. Alstroemeriaceae. Analyse des familles des plantes. v.4, p.160. 

1829. 

FELIX, W.J.P.; DUTILH, J.H.A.; MELO, N.F.; FERNANDES, A.A.; FELIX, L.P. 

Inbterpopulational chromosome number variation in Zephyranthes sylvatica Baker 

(Amaryllidaceae: Hippeastreae) from Northeast Brazil. Revista Brasileira de Botânica, 

v. 31, n.2, p.371-375, 2008. 

FERNÁNDEZ-ROMERO, M.D.; TORRES, A.M.; MILLÁN, T.; CUBERO, J.I. 

CABRERA, A. Physical mapping of ribosomal DNA on several species of the subgenus 

Rosa. Theoretical and Applied Genetics. v.103, p.835–838, 2001. 

FORNI-MARTINS, E.R.; GUERRA, M. Longitudinal differentiation in chromosomes 

of some Sesbania Scop. Species. Caryologia. v.52, p.97-103, 1999. 

71

FREDERICO, A.P.; RUAS, P.M.; MARIN-MORALES, M.A.; RUAS, C.F.; 

NAKAJIMA, J.N. Chromosome studies in some Stevia Cav. (Compositae) species from 

Southern Brazil. Brazilian Journal of Genetics. v. 19, n.4, p.605-609, 1996. 

GALL, J.G.; PARDUE, M.L. Formation and detection of RNA-DNA hybrid molecules 

in cytological preparations. Genetics. v.63, p.378-383. 1969. 

GARRIDO-RAMOS, M.A.; JAMILENA, M.; LOZANCO, R. REJÓN, C.R.; REJÓN, 

M.R. A cytogenetical and molecular analysis of the ribosomal cistrons of Allium 

sphaerocephalon L. (Liliaceae). Heredity. v.69, p.43-49, 1992. 

GERLACK, W.L.; BEDBROOK, J.R. Cloning and characterization of ribosomal RNA 

genes from wheat and barley. Nucleic Acid Research, n.7, p. 1869-1885, 1979. 

GOLDBLATT, P. Index to plant chromosome numbers 1975-1978. Monographs in 

Systematic Botany from the Missouri Botanical Garden. v.5, p.553, 1981. 






Systematic Botany from the Missouri Botanical Garden. v.23, p. 264, 1988. 

GOMES, P. F. Curso de estatística experimental. Livraria Nobel S.A. São Paulo, SP, p. 

477, 2000. 

GOODPASTURE, C.; BLOOM, S.E. Visualization of nucleolar organizer regions in 

mammalian chromosomes using silver staining. Chromosoma, v. 53, p. 37-50, 1975. 

GUERRA, M. Cytogenetics of Rutaceae. V. High chromosomal variability in Citrus 

species revealed by CMA/ DAPI staining. Heredity. v.71, P234-241, 1993. 

72

GU, Z.; XIAO, H. Physical mapping of the 18S-26S rDNA by fluorescent in situ 

hybridization (FISH) in Camellia reticulate polyploidy complex (Theaceae). Plant 

Science. v.164, p.279-285, 2003. 

HANG, A.; TSUCHIYA, T. Chromosome studies in the genus Alstroemeria II. 

Chromosome constitutions of eleven additional cultivars. Plant Breeding. v.100, p.273- 

279, 1988. 

HIZUME, M.; SHIBATA, F.; MARUYAMA, Y.; KONDO, T. Cloning of DNA 

sequences localized on proximal fluorescent chromosome bands by microdissection in 

Pinus densiflora Sieb. & Zucc. Chromosoma. v.110, p.345-351, 2001. 

HOUBEN, A.; WANNER, G.; HANSON, L.; VERLIN, D.; LEACH, C.; TIMMES, J. 

Cloning and characterization of polymorphic heterochromatic segments of Brachycome 

dichromosomatica. Chromosoma. v.109, p.206–213, 2000. 

HOWELL, W.M.; BLACK, D. A. Controlled silver-staining of nucleolus organizer 

regions with a protective colloidal developer: A 1-step method. Experientia, v.36, 

p.1014-1015, 1980. 

HUNZIKER, J.H.; XIFREDA, C.C. Chromosome studies in Bomarea and Alstroemeria 

(Alstroemeriaceae). Darwiniana. v.30, n.1-4, p.179-183, 1990. 

HUZIWARA, Y. Karyotype analysis in some genera of conpositae VII. Further studies 

on the chromosome of Aster. American Journal of Botany. v, 49, p.116-119, 1962. 

IBRAFLOR - Instituto brasileiro de floricultura. Dados disponíveis no site: 

http://www.ibraflor.com.br (10 Janeiro 2009). 

ISHIKAWA, T.; TAKAYAMA, T.; ISHIZAKA, H.; ISHIKAWA, K.; MII, M. 

Production of interespecifc hybrids between Alstroemeria ligtu L. hybrid and A. 

pelegrina L. var. rosea by ovule culture. Breeding Science. v.47, p.15-20, 1997. 

73

ISHIKAWA, T.; TAKAYAMA, T.; ISHIZAKA, H. Amphidiploids between 

Alstroemeria ligtu L. hybrid and A. pelegrina L. var. rosea induced through colchicine 

treatment and their reproductive characteristics. Scientia Horticulturae. v.80, p.235- 

246, 1999. 

ISHIKAWA, T.; ISHIZAKA, H. Chromosome association and Giemsa C-banding of 

meiotic chromosomes in interspecific hybrid of Alstroemeria ligtu L. hybrid and A. 

pelegrina L. var. rosea, its amphidiploid, and sesquidiploid between the amphidiploid 

and the parents. Breeding Science, v.52, p.27-33, 2002. 

JUNQUEIRA, A.H; PEETZ, M.S. Mercado interno para os produtos da floricultura 

brasileira: características, tendências e importância socioeconômica recente. Revista 

Brasileira de Horticultura Ornamental. v.14, n.1, p.37 – 52. 2008. 

KAMSTRA, S.A.; KUIPERS, A.G.J.; DE JEU, M.J.; RAMANA, M.S.; JACOBSEN, E. 

The extent and position of homoelogous recombination in a distant hybrid of 

Alstroemeria: a molecular cytogenetic assessment of first generation backcross 

progenies. Chromosoma. v.108, p.52-63, 1999. 

KOEHLER, S.; CABRAL J.S.; WHITTEN, W. M.; WILLIAMS, N.H.; SINGER , R.B.; 

NEUBIG, K.M.; GUERRA, M.; SOUZA, A.P.; AMARAL, M.C.E. Molecular 

Phylogeny of the Neotropical Genus Christensonella (Orchidaceae, Maxillariinae): 

Species Delimitation and Insights into Chromosome Evolution. Annals of Botany. 

v.102, p.491–507, 2008. 

KUIPERS, A.G.J.; VAN OS, D.P.M.; JONG, J.H.; RAMANNA, M.S. Molecular 

cytogenetics of Alstroemeria: identification of parental genomes in interspecific hybrids 

and characterization of repetitive DNA families in constitutive heterochromatin. 

Chromosome Research, v.5, p. 31-39, 1997. 

KUIPERS, A.G.J.; HESLOP-HARRISON, J.S.; JACOBSEN, E. Characterization and 

physical localization of Ty1-copia-like retrotransposons in four Alstroemeria species. 

Genome. v.41, p357-367, 1998. 

74

LAWRENCE, G.J.; APPELS, R. Mapping the nucleolus organizer region, seed protein 

loci and isozyme loci on chromosome 1R in rye. Theoretical and Applied Genetics, v. 

71, p. 742-749, 1986. 

LEITCH, A.R.; SCHWARZACHER, T.; JACKSON, D.; LEITCH, I.J. In situ 

hybridization: a practical guide. Bios Scientific Publishers Limited, 118 p, 1994. 

LEVAN, A.; FREDGA, K.; SANDBERG, A.A. Nomenclature for centromeric position 

on chromosomes. Hereditas, n.52, p.201-220, 1964. 

LIM, K.Y.; MATYASEK, R.; KOVARIK, A.; LEITCH, A. Parental origin and genome 

evolution in the allopolyploid Iris versicolor. Annals of Botany. v.100, p.219-224, 

2007. 

LIN, H.S.; TOORN, C.V.D.; RAEMAKERS, K.J.J.M.; VISSER, R.G.F.; DE JEU, M.J.; 

JACOBSEN, E. genetic transformation of Alstroemeria using particle bombardment. 

Molecular Breeding. v.6, p.369-377, 2000. 

LOMBELLO, R.A.; FORNI-MARTINS, E.R. Chromosomal studies and evolution in 

Sapinaceae. Caryologia. v.51, n.1, p.81-93, 1998. 

LOMBELLO, R.A.; FORNI-MARTINS, E.R. Cytological studies in climbers of a 

Brazilian forest reserve. Cytologia. v.63, p.415-420, 1998. 

LU, C.; BRIDGEN, M.P. Chromosome doubling and fertility study of Alstroemeria 

aurea X A. caryophyllaea. Euphytica. v.94, p.75-81, 1997. 

MAGGINI, F.; CARMONA, M.J. Sequence heterogeneity of the ribosomal DNA in 

Allium cepa (Liliaceae). Protoplasma. v.108, p.163-171, 1981. 

MARASEK, A.; HASTEROK, R.; WIEJACHA, K.; ORLIKOWSKA, T. Determination 

by GISH and FISH of hybrid status in Lilium. Hereditas. v.140, p.1-7, 2004. 

MARCON, A.B.; BARROS, I.C.L.; GUERRA, M. Variation in chromosome numbers, 

CMA bands and 45S rDNA sites in species of Selaginella (Pteridophyta). Annals of 

Botany. v.95, p.271-276, 2005. 

75

MATHEY, R. L évolution de la formule chromosomiale chez les vertébrés. 

Experientia. v.1, p.50, 1945. 

McCLINTOCK, B. The relationship of a particular chromosomal element to the 

development of the nucleoli in Zea mays. Zellforsch. Mik. Anat. v.21, p.294-328, 

1934. 

MEEROW, A.W.; TOMBOLATO, A.F.C.; MEYER, F. Two new species of 

Alstroemeria (Alstroemeriaceae) from Brazil. Brittonia. v.51, n.4, p.439-444, 1999. 

MELO, N.F.; GUERRA, M. Variability of the 5S and 45S rDNA sites in Passiflora L. 

species with distinct base chromosome numbers. Annals of Botany. v.92, p.309-316, 

2003. 

MERCADO-RUARO, P.; DELGADO-SALINS, A. Karyotypic studies on species of 

Phaseolus (Fabaceae: Phaseolinae). American Journal of Botany. v.58, n.1, p.1-9, 

1998. 

MISSOURI BOTANICAL GARDEN, http://www.mobot.org, (20 Novembro 2008). 

MONDIN, M.; SANTOS-SEREJO, J.A.; AGUIAR-PERECIN, M.L.R. Karyotype 

characterization of Crotalaria juncea (L.) by chromosome banding and physical 

mapping of 18S-5.8S-26S and 5S rDNA gene sites. Genetics and Molecular Biology. 

v.30, n.1, p.65-72, 2007. 

MOSCONE, E.A.; KLEIN, F.; LAMBROU, M. FUCHS, J.; SCHWEIZER, D. 

Quantitative karyotyping and dual-color FISH mapping of 5S and 18S-25S rDNA 

probes in the cultivated Phaseolus species (Leguminosae). Genome. v.42, p.1224-1233, 

1999. 

MUÑOZ-SCHICK, M. Tres nuevas monocotiledoneas descubiertas en Chile: 

Alstroemeria mollensis M. Muñoz et a. brinck (Alstroemeriaceae), Miersia chilensis 

var. bicolor M. Muñoz (Gilliesiaceae) y calydorea chilensis M. Muñoz (Iridaceae). 

Gayana Botanica, v.60, n.2, p.101-106, 2003. 

76

MURRAY, B.G.; BENNETT, M.D.; HAMMETT, K.R.W. Secondary constrictions and 

NORs of Lathyrus investigated by silver staining and in situ hybridization. Heredity. 

v.68, p.473-478, 1992. 

ORTOLANI, F.A.; MATAQUEIRO, M.F.; MORO, J.R. Caracterização citogenética em 

Schlumbergera truncata (Haworth) Moran e Schlumbergera × buckleyi (T. Moore) 

Tjaden (Cactaceae). Acta Botanica Brasilica. v.21, n.2, p.361-367, 2007. 

PENDAS, A.M.; MORÁN, P.; GARCIA-VÁZQUEZ E. Ribosomal genes are 

interspersed throughout a heterochromatic arm in Atlantic salmon. Cytogenetics and 

Cell Genetics, v. 63, p.128-130, 1993. 

PINTO-MAGLIO, C.A.F.; REIS, F.C.; TOMBOLATO, A.F.C. Estudos cromossômicos 

no gênero Alstroemeria. In: Resumo do Congresso Brasileiro de Floricultura, Campinas, 

p.11. 1995. 

PINTO-MAGLIO, C.A.F.; CUÉLLAR, T.; BARBOSA, R.L. Aplicação de técnicas de 

citogenética molecular na caracterização dos cromossomos da espécie Coffea arabica L. 

I Simpósio de Pesquisa dos Cafés do Brasil, p. 444-446, 2000. 

RAN, J.; MURRAY, B.G.; HAMMETT, K.R.W. Karyotype analysis of the genus 

Clivia by Giemsa and fluorochrome banding and in situ hybridization. Euphytica. v. 

106, p. 139-147, 1999. 

REEVES, A.; TEAR, J. MicroMeasure for Windows, version 3.3. Free program 

distributed by the authors over the Internet from 

http://www.colostate.edu/Depts/Biology/MicroMeasure. 2000. (20 de Setembro de 

2008) 

REEVES, A. MicroMeasure: A new computer program for the collection and analysis 

of cytogenetic data. Genome. v.44, p.439-443. 2001. 

RUAS, C.; VANZELA, A.; SANTOS, M.; FREGONEZI, J.; RUAS, P.; 

MATZENBACHER, N.; AGUIAR-PEREIRA, M. Chromosomal organization and 

phylogenetic relationships in Hypochaeris species (Asteraceae) from Brazil. Genetics 

and Molecular Biology. v.28, p.129-139, 2005. 

77

RUDALL, P.; STOBART, K.L.; HONG, W.P.; CONRAN, J.G.; FURNESS, C.A.; 

KITE, G.C.; CHASE, M.W. Consider the Lilies: systematics of Liliales. P. 347-357. 

2000. 

SANSO, A.M. El género Alstroemeria (Alstroemeriaceae) em Argentina. Darwiniana, 

v. 34, p.349-382, 1996. 

SANSO, A.M.; HUNZIKER, J.H. Karyological studies in Alstroemeria and Bomarea 

(Alstroemeriaceae). Hereditas. v.129, p.67-74, 1998. 

SANSO, A.M.; XIFREDA, C.C. Generic delimitation between Alstroemeria and 

Bomarea (Alstroemeriaceae). Annals of Botany, v.88, n.6, p.1057-1069, 2001. 

SANSO, A.M. Chromosome studies in Andean taxa of Alstroemeria 

(Alstroemeriaceae). Botanical Journal of the Linnean Society, v.138, p.451-459, 

2002. 

SCHUBERT, I.; WOBUS, U. In hybridization confirms jumping nucleolus organizing 

regions in Allium. Chromosoma. v.92, p.143-148, 1985. 

SCHWEIZER, D. DAPI fluorescent of plant chromosome prestained with actinomycin 

D. Experimental Cell Research, v.102, n.2, p.408-413, 1976. 

SCHWEIZER, D. Reverse fluorescent chromosome banding with chromomycin and 

DAPI. Chromosoma, v.58, n.4, p.307-324, 1976. 

SHAN, F.; YAN, G.; PLUMMER, J.A. Cytoevolution of Boronia genomes revealed by 

fluorescent in situ hybridization with rDNA probes. Genome. v.46, p.507–513, 2003. 

SILJAK-YAKOVLEV, S.; PECCENINI, S.; MURATOVIC, E.; ZOLDOS, V.; ROBIN, 

O.; VALLÈS, J. Chromosomal differentiation and genome size in three European 

mountain Lilium species. Plant Systematic and Evolution, v.236, p.165-173, 2003. 

SILVEIRA, F.T.; ORTOLANI, F.A.; MATAQUEIRO, M.F.; MORO, J.R. 

Caracterização citogenética em duas espécies do gênero Myrciaria. Revista de 

Biologia e Ciências da Terra. v.6, n.2, p.327-333, 2006. 

78

SIROKÝ, J.; LYSÁK, M.A.; DOLEZEL, J.; KEJNOVSKÝ, E.; VYSKOT, B. 

Heterogeneity of rDNA distribution and genome size Silene spp. Chromosome 

Research. v.9, p. 387-393, 2001. 

STEBBINS, G.L. Chromosomal evolution in higher plants. Edward Arnold, London. 

216p, 1971. 

TAKETA, S.; ANDO, H.; TAKEDA, K.; ICHII, M.; BOTHMER, R.V. Ancestry of 

American polyploidy Hordeum species with the I genome inferred from 5S and 18S- 

25S rDNA. Annals of Botany. v.96, p.23-33, 2005. 

TAKHTAJAN, A. Flowering plants: Origin and dispersal. Oliver and Boyd Ltda. 

Edinburgh. p. 309, 1969. 

TSUCHIYA, T.; HANG, A.; HEALY, W. E.; HUGHES, H. Chromosome studies in the 

genus Alstroemeria. I. Chromosome numbers in 10 cultivars. Botanical Gazette. v. 

148, n. 3, p. 519-524, 1987. 

TSUCHIYA, T.; HANG, A. Chromosome studies in genus Alstroemeria. Acta 

Horticulturae. v.205, p.281-287, 1987. 

TSUCHIYA, T.; HANG, A. Cytogenetics in the genus Alstroemeria. Herbertia. v.45, 

p.163-170. 1989. 

VENCATO, A.; CORRÊA, S.; REETZ, E.; ROSA, G.R. da; RIGON, L.; BELING, 

R.R. Anuário Brasileiro de Flores 2006. Santa Cruz do Sul, editora Gazeta Santa Cruz. 

112p, 2006. 

79

com as técnicas de FISH, CMA, DAPI - IAC

Create successful ePaper yourself

Delete template?

Save as template?